Влияние эссенциальных липофильных нутриентов на свободнорадикальные процессы в митохондриальной фракции печени крыс-опухоленосителей

Резюме

Окислительный стресс является универсальным механизмом клеточных повреждений гепатоцитов, приводящих к снижению детоксикационной функции печени, что особенно важно при онкогенезе. Ранняя коррекция этих механизмов липофильными эссенциальными нутриентами могла бы повысить эффективность противоопухолевого лечения и предотвратить развитие и прогресс онкозаболеваний.

Цель - исследование влияния раздельного и сочетанного использования ω-3 полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК) и витамина D3 на интенсивность свободнорадикальных процессов, набухание митохондрий и содержание цитохрома с в митохондриальной фракции печени крыс-опухоленосителей в период интенсивного роста новообразования.

Материал и методы. Исследования проводили на белых беспородных крысах-самках массой тела 130-150 г, которых разделили на 5 групп (в каждой по 12 особей). В качестве модели злокачественного новообразования использовали карциному Герена. Трансплантацию карциномы осуществляли путем подкожного введения в участок бедра 0,5 мл 30% суспензии раковых клеток в физиологическом растворе. ω-3 ПНЖК (120 мг на 1 кг массы тела, per os) и витамин D3 (600 МЕ на 1 кг массы тела, per os) животные получали предварительно в течение 28 сут до трансплантации карциномы Герена и после трансплантации в течение всего периода роста опухоли в организме. Митохондриальную фракцию печени выделяли методом дифференциального центрифугирования. Об интенсивности процессов перекисного окисления липидов судили спектрофотометрически по содержанию первичных, вторичных и третичных продуктов в изопропанольных экстрактах. Скорость образования супероксидного радикала регистрировали в тесте с нитросиним тетразолием, набухание митохондрий оценивали по снижению оптической плотности изолированных митохондрий, содержание цитохрома с в митохондриальной и цитозольной фракциях определяли методом спектроскопии.

Результаты и обсуждение. В митохондриальной фракции печени крыс в период интенсивного роста карциномы Герена обнаружено увеличение содержания первичных (диеновых и триеновых конъюгатов), вторичных (кетодие-нов; сопряженных триенов; ТБК-активных продуктов) и конечных (шиффовых оснований) продуктов перекисного окисления липидов с одновременным увеличением скорости образования супероксидного радикала. При раздельном и, особенно, при совместном введении ω-3 ПНЖК и витамина D3 наблюдается снижение интенсивности свободнорадикальных процессов в митохондриальной фракции печени крыс-опухоленосителей. При этом уменьшается набухание митохондрий, что предотвращает выход цитохрома с из митохондрий в цитозоль.

Заключение. Введение комплекса ω-3 ПНЖК и витамина D3 снижает процессы липопероксидации в митохондриальной фракции печени крыс-опухоленосителей с одновременным восстановлением функциональной способности митохондрий.

Ключевые слова:перекисное окисление липидов, супероксидный радикал, цитохром с, полиненасыщенные жирные кислоты, митохондриальная фракция, печень, карцинома Герена, крысы

Для цитирования: Кеца О.В., Марченко М.М. Влияние эссенциальных липофильных нутриентов на свободнорадикальные процессы в митохондриальной фракции печени крыс-опухоленосителей // Вопр. питания. 2019. Т. 88, № 2. С. 32-39. doi: 10.24411/0042-8833-2019-10015.

Cвободнорадикальные реакции перекисного окисления липидов (ПОЛ) протекают в основном в биомембранах всех клеток живых организмов и представляют собой каскад окислительных реакций деградации ненасыщенных жирных кислот, входящих в состав фосфолипидов мембран [1]. В физиологических условиях ПОЛ протекает на достаточно низком уровне и жизненно важен в регуляции проницаемости и транспорта веществ через мембраны [2]. В условиях патологических состояний, в частности онкогенеза, запускается каскад боднорадикальных реакций окисления жирных кислот, в результате чего образуются гидроперекиси (диеновые конъюгаты, ДК), метаболизирующиеся в дальнейшем во вторичные - кетодиены (КД), сопряженные триены (СТ), малоновый диальдегид (МДА) - и третичные (шиффовы основания) продукты ПОЛ [3].

Основными клеточными генераторами активных форм кислорода являются митохондрии, в которых сосредоточено большое количество редокс-переносчиков и центров, потенциально способных к одноэлектронному восстановлению кислорода с образованием супероксидного радикала [4]. Активация ПОЛ в этих органеллах может привести к повреждению митохондриальных мембран, изменению их проницаемости, выходу цитохрома с в цитозоль, угнетению функциональной активности митохондрий и нарушению жизненных функций клеток [5].

На интенсивность ПОЛ в значительной мере влияют липофильные эссенциальные нутриенты, которые являются компонентами фосфолипидов мембран и принимают участие в генной трансдукции. В частности, ω-3 полиненасыщенные жирные кислоты (ПНЖК), встраиваясь в мембраны органелл, могут проявлять выраженный антиоксидантный эффект [6]. Другой липофильный нутриент, противоопухолевое действие которого широко изучается, - витамин D3. Он способен оказывать иммуномодулирующее и противовоспалительное действие, активировать дифференцировку и ингибировать клеточную пролиферацию [7, 8]. Кроме известных молекулярных механизмов противоопухолевого действия ω-3 ПНЖК и витамина D3, открытыми остаются вопросы влияния этих липофильных нутриентов на состояние свободнорадикальных процессов в митохондриях клеток печени организма, в котором развивается злокачественное новообразование.

Цель работы - выяснение роли раздельного и комбинированного применения ω-3 ПНЖК и витамина D3 (холекальциферола) в регуляции свободнорадикального окисления липидов и содержания цитохрома с в митохондриальной фракции печени крыс с трансплантированной карциномой Герена.

Материал и методы

Исследования проводили на белых беспородных крысах-самках массой тела 130-150 г. Эксперименты на животных проводили в соответствии с Международными требованиями о гуманном отношении к животным и выполнением требований Директивы 86/609/ЕС по вопросу защиты животных. Все животные получали полусинтетический рацион, составленный на основе диеты AIN-93 [9]. Как модель злокачественного новообразования использовали карциному Герена. Трансплантацию карциномы осуществляли путем подкожного введения в участок бедра 0,5 мл 30% суспензии раковых клеток в физиологическом растворе. Животные были разделены на следующие группы (в каждой по 12 особей): 1-я - контроль (интактные животные); 2-я - крысы с трансплантированной карциномой Герена; 3-я - крысы-опухоленосители, которым до и после трансплантации карциномы Герена вводили ω-3 ПНЖК (120 мг на 1 кг массы тела, per os) в форме коммерческого препарата "Витрум Кардио Омега-3" (Unipharm, Inc., США); 4-я - крысы-опухоленосители, которым до и после трансплантации карциномы Герена вводили витамин D3 per os в виде масляной суспензии (600 МЕ на 1 кг массы тела); 5-я - крысы-опухоленосители, получавшие ω-3 ПНЖК в комплексе с витамином D3 в указанных дозах.

Спектр ω-3 ПНЖК в препарате анализировали методом газовой хроматографии на хроматографе "HRGC 5300" (Carlo Erba Instruments, Италия). Для идентификации индивидуальных жирных кислот использовали стандартные препараты (Sigma-Aldrich, США). В составе используемого препарата в значительных количествах присутствовали эйкозапентаеновая и докозагексаено-вая кислоты (см. таблицу).

Животные получали ω-3 ПНЖК и витамин D3 предварительно в течение 28 сут до трансплантации карциномы Герена и после трансплантации в течение всего периода роста опухоли в организме.

Декапитацию животных проводили под легким эфирным наркозом на 14-е сутки после трансплантации карциномы Герена, что для опухоленосителей соответствует логарифмической стадии роста данной опухоли.

Митохондриальную фракцию печени выделяли методом дифференциального центрифугирования [10]. Об интенсивности процессов ПОЛ судили по содержанию первичных, вторичных и третичных продуктов в изопропанольных экстрактах. Уровень первичных молекулярных продуктов липопероксидации (гидроперекисей) регистрировали в ультрафиолетовом спектре: моногидроперекисей (ДК) при длине волны 232 нм, дигидроперекисей (триеновых конъюгатов, ТК) при длине волны 268 нм. Содержание ДК выражали в мкмоль на 1 мг белка, используя коэффициент молярной экстинкции 2,2х105 М-1хсм-1 [11]. Величина оптической плотности при длине волны 278 нм отражала содержание вторичных продуктов ПОЛ (КД + СТ); при длине волны

Спектр ω-3 полиненасыщенных жирных кислот в используемом препарате 400 нм - конечных продуктов ПОЛ (шиффовых оснований) [12, 13]. Дополнительно определяли уровень продуктов, реагирующих с тиобарбитуровой кислотой (ТБК-активных продуктов) по методу [14].

Скорость образования супероксидного радикала регистрировали в тесте с нитросиним тетразолием [15] и выражали в нмоль/мин на 1 мг белка. Содержание белка в пробах определяли по методу Лоури [16]. Набухание митохондрий оценивали по снижению оптической плотности изолированных митохондрий с одновременной регистрацией при длине волны 520 нм [17]. Содержание цитохрома с в митохондриальной и цитозольной фракциях определяли по методике [18].

Полученные данные обрабатывали с использованием критерия Стьюдента. Различия считали достоверными при р<0,05.

Результаты и обсуждение

Активация ПОЛ в организме является результатом воздействия на живую систему различных экстремальных факторов. В физиологических условиях постоянно наблюдаются процессы ПОЛ, которые находятся в биологическом равновесии с функционированием антиоксидантной системы [19]. Однако процесс онкогенеза сопровождается дисбалансом между активностью ПОЛ и состоянием антиоксидантной системы как в самой опухоли, так и в отдаленных органах, в частности печени.



Результаты исследований интенсивности процессов ПОЛ в митохондриальной фракции печени крыс с трансплантированной карциномой Герена показали повышение интенсивности процессов свободнорадикального окисления липидов, поскольку повысилась концентрация первичных продуктов ПОЛ - ДК (рис. 1А) и ТК (рис. 1Б). Повышение уровня ДК и ТК служит предпосылкой для образования вторичных продуктов ПОЛ, поскольку гидроперекиси относятся к нестойким соединениям и быстро преобразуются в стабильные вторичные продукты - КД + СТ и ТБК-активные продукты, уровни которых в 2,9 раза (рис. 2А) и 1,8 раза (рис. 2Б) соответственно превысили значения контроля. Не столь значительное повышение уровня ТБК-активных продуктов в сравнении с КД + СТ, вероятно, связано с их способностью взаимодействовать с митохондриальными белками с образованием конечных продуктов ПОЛ - шиффовых оснований, уровень которых в 2,6 раза превысил показатели контроля (рис. 3).

Интенсификация процессов ПОЛ в митохондриальной фракции связана с нарушением работы электронтранспортной цепи, поскольку повысилась генерация супероксидного радикала митохондриями печени крыс в условиях онкогенеза (рис. 4).

Коррекция установленного дисбаланса свободнорадикальных процессов в митохондриальной фракции возможна за счет экзогенных антиоксидантов или за счет повышения стойкости мембран путем изменения их жирнокислотного состава. Введение ω-3 ПНЖК в качестве липофильных нутриентов может способствовать восстановлению митохондриальных мембран.

Анализ экспериментальных данных показал, что введение ω-3 ПНЖК привело к снижению уровня ДК и ТК (см. рис. 1) в митохондриальной фракции печени крыс-опухоленосителей в сравнении с опухоленосителями,не получавшими исследуемые нутриенты. Одновременно снизилось содержание вторичных (см. рис. 2) и конечных (см. рис. 3) продуктов ПОЛ, однако исследуемые показатели не приблизились к показателям контроля. Вероятно, предварительное введение ω-3 ПНЖК приводит к стабилизации митохондриальных мембран печени в результате их инкорпорации в фосфолипидный состав еще до трансплантации опухоли. Послетрансплантационное использование ω-3 ПНЖК может целенаправленно действовать на опухолевую ткань, проявляя тем самым противоопухолевый эффект [19]. Наряду с мембранопротекторными свойствами ω-3 ПНЖК проявляют антиоксидантный эффект, поскольку снижалась скорость образования супероксидного радикала митохондриальной электрон-транспортной цепью (см. рис. 4).

Для повышения мембранопротекторного действия ω-3 ПНЖК был использован еще один липофильный нутриент - витамин D3, который принимает участие в регуляции жизненного цикла опухолевых клеток, снижает пролиферацию и метастазирование, усиливает апоптическую гибель трансформированных клеток [20].

Установлено, что моновведение витамина D3 незначительно снижает концентрацию первичных (см. рис. 1), вторичных (см. рис. 2) и конечных (см. рис. 3) продуктов липопероксидации в митохондриальной фракции крыс-опухоленосителей. Незначительное влияние витамина D3 на процессы ПОЛ в митохондриях печени крыс-опухоленосителей может быть обусловлено тем, что он не входит в состав биологических мембран, а антиканцерогенный эффект проявляет через гормонально активную форму - 1,25(OH)2D3 [21].

Комбинированное введение ω-3 ПНЖК и витамина D3 существенно влияет на интенсивность процессов ПОЛ, о чем свидетельствует снижение уровней первичных (см. рис. 1), вторичных (см. рис. 2) и конечных (см. рис. 3) продуктов липопероксидации в митохондриальной фракции печени крыс-опухоленосителей по сравнению с показателями животных-опухоленосителей, не получавших комплекс исследуемых липофильных нутриентов. Механизм стабилизирующего действия ω-3 ПНЖК на митохондриальные мембраны печени может заключаться в их способности встраиваться в фосфолипиды и заменять в их составе ω-6 ПНЖК, которые более чувствительны к окислительным процессам. В то же время синтезированный в организме 1,25(OH)2D3 способствует снижению экспрессии индуцибельной формы NO-синтазы и, как следствие, ингибирует образование пероксинитрита (ONOO-), монооксида (NO-) и диоксида (NO2-) азота в клетках. С другой стороны, витамин D3 стимулирует экспрессию клеточной γ-гпутамилтранс-пептидазы и активирует глутатионовое звено системы антиоксидантной защиты [22].

В результате такого стабилизирующего совместного действия ω-3 ПНЖК и витамина D3 на митохондриальные мембраны печени крыс снизилась скорость образования супероксидного радикала (см. рис. 4) как инициирующей точки ПОЛ по сравнению с опухоленосителями, которые не получали данные липофильные нутриенты.

Итак, раздельное и, особенно, комбинированное введение ω-3 ПНЖК и витамина D3 сопровождается снижением интенсивности свободнорадикальных процессов в митохондриальной фракции печени в сравнении с показателями крыс-опухоленосителей, не получавших исследуемые липофильные нутриенты.

Следующим этапом работы было установление особенностей набухания митохондрий как одного из следствий процесса ПОЛ в условиях онкогенеза.

Результаты исследований показали, что в группе крыс-опухоленосителей наблюдалось повышение интенсивности процесса набухания митохондрий по сравнению с показателями интактных животных (рис. 5). Установленный факт может быть следствием изменения проницаемости внутренней мембраны митохондрий в результате токсического действия свободных радикалов и деполяризации мембран митохондрий. Еще одной причиной набухания митохондрий может быть индукция митохондриальных пор, играющих ключевую роль в клеточных нарушениях в условиях окислительного стресса при онкологических заболеваниях. Именно усиленное свободнорадикальное окисление митохондриальных белков и липидов инициирует открытие пор в митохондриальной мембране. Увеличение проницаемости внутренней мембраны как для катионов, так и для анионов приводит к поступлению воды в матрикс митохондрий и вызывает их набухание [23, 24]. Поскольку внутренняя мембрана митохондрий по площади больше, чем внешняя, то последняя разрывается, вследствие чего наблюдается выход цитохрома с в цитозоль, о чем свидетельствует тот факт, что его уровень в митохондриальной фракции снизился в 3,3 раза в сравнении с контролем (рис. 6А). При этом наблюдалось повышение содержания цитохрома с в 3,4 раза в цитозоле по сравнению с показателями интактных животных (рис. 6Б).

Повышение уровня цитохрома с в цитозоле может инициировать митохондриальный путь апоптической гибели клеток печени в условиях онкогенеза. Так, исследуемый протеин участвует в переходе прокаспазы 9 в активную форму, после чего каспаза 9 инициирует расщепление прокаспазы 3 в каспазу 3, которая в свою очередь активирует прокаспазу 6 в каспазу, что приводит к апоптозу [25]. Снижение же уровня цитохрома с в митохондриях скажется на их способности к фосфорилированию с нарушением сопряженности процессов окислительного фосфорилирования и дыхания. В таких митохондриях значительно снижается степень этерификации неорганического фосфата [26]. Все эти изменения можно объяснить влиянием продуктов опухолевого метаболизма на цитохромную систему митохондрий печени животных-опухоленосителей.

Введение ω-3 ПНЖК и витамина D3 как в условиях их раздельного, так и совместного применения приводит к снижению набухания митохондрий (см. рис. 5), очевидно, за счет снижения процессов липопероксидации в митохондриальной фракции печени крыс с трансплантированной карциномой Герена. В этих же условиях наблюдалось снижение содержания цитохрома с в цитозоле (см. рис. 6А) с одновременным повышением в митохондриях (см. рис. 6Б). При этом исследуемые показатели приближаются к контрольным значениям.

Заключение

Таким образом, полученные результаты свидетельствуют о том, что ω-3 ПНЖК и витамин D3 как при раздельном, так и, особенно, при их сочетанном применении проявляют выраженный корригирующий эффект на свободнорадикальные процессы в митохондриях печени крыс с трансплантированной карциномой Герена. В митохондриальной фракции снижается генерация супероксидного радикала с одновременным снижением уровня первичных, вторичных и конечных продуктов ПОЛ. При этом снижаются набухание митохондрий и выход цитохрома с в цитозоль клеток печени крыс-опухоленосителей в логарифмическую фазу онкогенеза. Механизм такого действия исследуемых нутриентов может реализоваться через мембраностабилизирующее действие ω-3 ПНЖК и геномные эффекты гормонально-активной формы витамина D3 - 1,25 (OH)2D3.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Литература

1. Moro K., Nagahashi M., Ramanathan R. et al. Resolvins and omega three polyunsaturated fatty acids: clinical implications in inflammatory diseases and cancer // World J. Clin. Cases. 2016. Vol. 4, N 7. P. 155-164.

2. Bruins M.J., Dane A.D., Strassburg K. et al. Plasma oxylipin profiling identifies polyunsaturated vicinal diols as responsive to arachidonic acid and docosahexaenoic acid intake in growing piglets // J. Lipid. Res. 2013. Vol. 54. P. 1598-1607.

3. Kausar S., Wang F., Cui H. The role of mitochondria in reactive oxygen species generation and its implications for neurodegenerative diseases // Cells. 2018. Vol. 7. P. 274-293.

4. Ademowo O.S., Dias H.K.I., Burton D.G.A., Griffiths H.R. Lipid (per) oxidation in mitochondria: an emerging target in the ageing process? // Biogerontology. 2017. Vol. 18, N 6. P. 859-879.

5. Akopova O.V., Kolchinskaya L.I., Nosar V.I. et al. Cytochrome c as an amplifier of ROS release in mitochondria // Физиол. журн. 2012. Т. 58, № 1. С. 3-12.

6. Fabian C.J., Kimler B.F., Hursting S.D. Omega-3 fatty acids for breast cancer prevention and survivorship // Breast Cancer Res. 2015. Vol. 17. P. 62-73.

7. Trump D.L. Calcitriol and cancer therapy: a missed opportunity // Bone Rep. 2018. Vol. 9. P. 110-119.

8. Stein S.H., Tipton D.A. Vitamin D and its impact on oral health an update // J. Tenn. Dent. Assoc. 2011. Vol. 91, N 2. P. 30-33.

9. Reeves P.G., Nielsen F.H., Fahey G.C. AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American Institute of Nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent diet // J. Nutr. 1993. Vol. 123. P. 1939-1951.

10. Weinbach T.C. A procedure for isolating stable mitochondria from rat liver and kidney // Anal. Biochem. 1961. Vol. 2. P. 335-343.

11. Азизова Г.И., Эфендиев А.М. Изучение взаимосвязи между процессами ПОЛ, состоянием АОЗ и основными иммунологическими показателями при хронической почечной недостаточности // Биомед. химия. 2009. Т. 55, 6. С. 779-783.

12. Волчегорский И.А., Налимов И.А., Яровинский Б.Г., Лифшиц Р.И. Сопоставление различных подходов к определению продуктов перекисного окисления липидов в гептан-изопропанольных экстрактах крови // Вопр. мед. химии. 1989. Т. 35, № 1. С. 127-131.

13. Львовская Е.И., Волчегорский И.А., Шемяков C.E. Спектрофотометрическое определение конечных продуктов перекисного окисления липидов // Вопр. мед. химии. 1991. Т. 37, № 4. С. 92-93.

14. Гаврилов В.Б., Гаврилова А.Р., Мажуль Л.М. Анализ методов определения продуктов перекисного окисления липидов в сыворотке крови по тесту с тиобарбитуровой кислотой // Вопр. мед. химии. 1987. Т. 33, № 1. С. 118-122.

15. Марченко М.М., Кеца О.В. Генеращя супероксидного радикала компонентами монооксигеназно'1 системи печшки попередньо опромшених щурiв-пухлиноноспв // Укр. бiохiм. журн. 2012. Т. 84, № 6. С. 95-102.

16. Lowry O.H., Rosenbrough M.J., Farr A.L., Rendal R.J. Protein measurement with the folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951; Vol. 193. P. 265-275.

17. Bernardi P., Vassaneli S., Veronese P. et al. Modulation of the mitochondrial cyclosporin A - sensitive permeability transition pore // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268. P. 1005-1010.

18. Hollis V.S., Palacios-Callender M., Springett R.J. et al. Monitoring cytochrome redox changes in the mitochondria of intact cells using multi-wavelength visible light spectroscopy // Biochim. Bio-phys. Acta. 2003. Vol. 1607. P. 191-202.

19. Serini S., Cassano R., Corsetto P.A. et al. Omega-3 PUFA loaded in resveratrol-based solid lipid nanoparticles: physicochemical properties and antineoplastic activities in human colorectal cancer cells in vitro // Int. J. Mol. Sci. 2018. Vol. 19. P. 586-605.

20. Rogers C.S., Yedjou C.G, Sutton D.J, Tchounwou P.B Vitamin D3 potentiates the antitumorigenic effects of arsenic trioxide in human leukemia (HL-60) cells // Exp. Hematol. Oncol. 2014. Vol. 3. P. 9-17.

21. Abdelbaset-Ismail A., Pedziwiatr D., Suszynska E. et al. Vitamin D3 stimulates embryonic stem cells but inhibits migration and growth of ovarian cancer and teratocarcinoma cell lines // J. Ovarian Res. 2016. Vol. 9. P. 26-38.

22. Ma Y., Trump D.L., Johnson C.S. Vitamin D in combination cancer treatment // J. Cancer. 2010. Vol. 1. P. 101-107.

23. Naranmandura H., Chen X., Tanaka M. et al. Release of apop-totic cytochrome C from mitochondria by dimethylarsinous acid occurs through interaction with voltage-dependent anion channel in vitro // Toxicol. Sci. 2012. Vol. 128, N 1. P. 137-146.

24. Fayez A.M., Zaafan M.A. Eicosapentaenoic acid and vitamin E against doxorubicin-induced cardiac and renal damages: role of cytochrome c and iNOS // Arch. Iran. Med. 2018. Vol. 21, N 11. P. 502-508.

25. Hui F., Qin X., Zhang Q. et al. Alpinia oxyphylla oil induces apoptosis of hepatocellular carcinoma cells via PI3K/Akt pathway in vitro and in vivo // Biomed. Pharmacother. 2019. Vol. 109. P. 2365-2374.

26. Birk A.V., Chao W.M., Bracken C. et al. Targeting mitochondrial cardiolipin and the cytochrome c/cardiolipin complex to promote electron transport and optimize mitochondrial ATP synthesis // Br. J. Pharmacol. 2014. Vol. 171, N 8. P. 2017-2028.

References

1. Moro K., Nagahashi M-, Ramanathan R., et al. Resolvins and omega three polyunsaturated fatty acids: Clinical implications in inflammatory diseases and cancer. World J Clin Cases. 2016; 4 (7): 155-64.

2. Bruins M.J., Dane A.D., Strassburg K., et al. Plasma oxylipin profiling identifies polyunsaturated vicinal diols as responsive to arachidonic acid and docosahexaenoic acid intake in growing piglets. J Lipid Res. 2013; 54: 1598-607.

3. Kausar S., Wang F., Cui H. The role of mitochondria in reactive oxygen species generation and its implications for neurodegenerative diseases. Cells. 2018; 7: 274-93.

4. Ademowo O.S., Dias H.K.I., Burton D.G.A., Griffiths H.R. Lipid (per) oxidation in mitochondria: an emerging target in the ageing process? Biogerontology. 2017; 18 (6): 859-79.

5. Akopova O.V., Kolchinskaya L.I., Nosar V.I., et al. Cytochrome c as an amplifier of ROS release in mitochondria. Fiziolohichnyi zhurnal [Fiziol. Zhurn]. 2012; 58 (1): 3-12. (in Ukrainian)

6. Fabian C.J., Kimler B.F., Hursting S.D. Omega-3 fatty acids for breast cancer prevention and survivorship. Breast Cancer Res. 2015; 17: 62-73.

7. Trump D.L. Calcitriol and cancer therapy: a missed opportunity. Bone Rep. 2018; 9: 110-9.

8. Stein S.H., Tipton D.A. Vitamin D and its impact on oral health an update. J Tenn Dent Assoc. 2011; 91 (2): 30-3.

9. Reeves P.G., Nielsen F.H., Fahey G.C. AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American Institute of Nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent diet. J Nutr. 1993; 123: 1939-51.

10. Weinbach T.C. A procedure for isolating stable mitochondria from rat liver and kidney. Anal Biochem. 1961; 2: 335-43.

11. Azizova G.I., Efendiev A.M. Investigation of relation between LPO, AOD and some immune parameters in patients with chronic kidney disease. Biomeditsinskaya khimiya [Biomedical Chemistry]. 2009; 55 (6): 779-83. (in Russian)

12. Volchegorskiy I.A., Nalimov I.A., Yarovinskiy B.G., Lifshits R.I. Comparison of different approaches to the determination of lipid peroxidation products in heptane-isopropanol blood extracts. Voprosy meditsinskoy khimii [Problems of Medical Chemistry]. 1989; 35 (1): 127-31. (in Russian)

13. L’vovskaya E.I., Volchegorskiy I.A., Shemyakov C.E. Spectropho-tometric determination of the final lipid peroxidation products. Voprosy meditsinskoy khimii [Problems of Medical Chemistry]. 1991; 37 (4): 92-3. (in Russian)

14. Gavrilov V.B., Gavrilova A.R., Mazhul’ L.M. Analysis of methods for determining the products of lipid peroxidation in the blood tissue by the test with thiobarbituric acid. Voprosy meditsinskoy khimii [Problems of Medical Chemistry]. 1987; 33 (1): 118-22. (in Russian)

15. Marchenko M.M., Ketsa O.V. The generation of superoxide anion-radical in liver monooxygenase system of preliminary radiation-exposed tumor-bearing rats. Ukranns'kyi biokhimichnyi zhurnal [Ukr. biokhim. Zhurn]. 2012; 84 (6): 95-102. (in Ukrainian)

16. Lowry O.H., Rosenbrough M.J., Farr A.L., Rendal R.J. Protein measurement with the folin phenol reagent. J Biol Chem. 1951; 193: 265-75.

17. Bernardi P., Vassaneli S., Veronese P., et al. Modulation of the mitochondrial cyclosporin A - sensitive permeability transition pore. J Biol Chem. 1993; 268: 1005-10.

18. Hollis V.S., Palacios-Callender M., Springett R.J., et al. Monitoring cytochrome redox changes in the mitochondria of intact cells using multi-wavelength visible light spectroscopy. Biochim Bio-phys Acta. 2003; 1607: 191-202.

19. Serini S., Cassano R., Corsetto P.A., et al. Omega-3 PUFA loaded in resveratrol-based solid lipid nanoparticles: physicochemical properties and antineoplastic activities in human colorectal cancer cells in vitro. Int J Mol Sci. 2018; 19: 586-605.

20. Rogers C.S., Yedjou C.G, Sutton D.J, Tchounwou P.B Vitamin D3 potentiates the antitumorigenic effects of arsenic trioxide in human leukemia (HL-60) cells. Exp Hematol Oncol. 2014; 3: 9-17.

21. Abdelbaset-Ismail A., Pedziwiatr D., Suszynska E., et al. Vitamin D3 stimulates embryonic stem cells but inhibits migration and growth of ovarian cancer and teratocarcinoma cell lines. J Ovarian Res. 2016; 9: 26-38.

22. Ma Y., Trump D.L., Johnson C.S. Vitamin D in combination cancer treatment. J Cancer. 2010; 1: 101-7.

23. Naranmandura H., Chen X., Tanaka M., et al. Release of apoptotic cytochrome C from mitochondria by dimethylarsinous acid occurs through interaction with voltage-dependent anion channel in vitro. Toxicol Sci. 2012; 128 (1): 137-46.

24. Fayez A.M., Zaafan M.A. Eicosapentaenoic acid and vitamin E against doxorubicin-induced cardiac and renal damages: role of cytochrome c and iNOS. Arch Iran Med. 2018; 21 (11): 502-8.

25. Hui F., Qin X., Zhang Q., et al. Alpinia oxyphylla oil induces apoptosis of hepatocellular carcinoma cells via PI3K/Akt pathway in vitro and in vivo. Biomed Pharmacother. 2019; 109: 2365-74.

26. Birk A.V., Chao W.M., Bracken C., et al. Targeting mitochondrial cardiolipin and the cytochrome c/cardiolipin complex to promote electron transport and optimize mitochondrial ATP synthesis. Br J Pharmacol. 2014; 171 (8): 2017-28.