Новый функциональный пищевой ингредиент - липидный модуль, источник астаксантина и плазмалогенов

Резюме

Цель работы - изучение влияния модификации жирнокислотного состава рациона лабораторных животных в присутствии плазмалогенов (ПГ), астаксантина (АСТА) и их сочетания на адаптационный потенциал животных в условиях стрессового воздействия.

Материал и методы. Жирнокислотный состав рациона был изменен за счет использования липидного модуля, содержащего 88,7% высокоолеинового подсолнечного масла, 6,3% кокосового масла и 5% масла микроводорослей Schizochytrium sp. Эксперимент проведен с использованием 80 крыс-самцов линии Вистар с исходной массой тела 125±5 г. Отобранные животные (n=50) в зависимости от показателей их поведения в тесте "Открытое поле" и "Приподнятый крестообразный лабиринт" были рандомизированно разделены на 5 групп. Животные контрольной 1-й группы не принимали участия в физиологических тестах - контрольная интактная группа животных. Животные контрольных 1-й и 2-й групп в течение 30 сут получали стандартный полусинтетический рацион. В рационе крыс опытной 3-й группы растительное масло (50% жира в рационе) было заменено на липидный модуль, обогащенный АСТА (4,0±0,3 мг/сут на 1 кг массы тела); в рационе крыс опытной 4-й группы - на липидный модуль, обогащенный ПГ (79,0±2,0 мг/сут на 1 кг массы тела); в рационе крыс опытной 5-й группы - на липидный модуль, обогащенный АСТА и ПГ (в тех же дозировках). Оценку тревожности и общей исследовательской активности животных проводили в тесте "Приподнятый крестообразный лабиринт". На 31-е сутки кормления животных подвергали тесту "Принудительное плавание" для оценки физической выносливости и работоспособности крыс в условиях повышенного уровня стресса.

Результаты и обсуждение. Введение в рацион животных липидного модуля, обогащенного ПГ и/или АСТА, имело выраженный гиполипидемический эффект, снижая в сыворотке крови концентрацию общего холестерина, на фоне снижения уровня липопротеинов низкой плотности. В клетках печени животных, получавших липидный модуль, обогащенный ПГ и/или АСТА, содержание полиненасыщенной жирной кислоты семейства ω-3 докозагексаеновой кислоты увеличилось более чем в 3 раза при одновременном снижении содержания ω-6 линолевой кислоты в 2 раза. Потребление животными липидного модуля, обогащенного АСТА, препятствовало повышению уровня кортикостерона в сыворотке крови животных после стрессорного воздействия (истощающая физическая нагрузка), снижая его до уровня у интактных животных, оказывая адаптогенный эффект. Животные 3-й группы, получавшие липидный модуль, обогащенный АСТА, достоверно меньше времени проводили в открытых рукавах лабиринта по сравнению с первым тестированием, что может говорить о повышении их тревожности. Введение в липидный модуль ПГ нивелировало данный эффект. В тесте "Принудительное плавание" с грузом не выявлено увеличения работоспособности и выносливости всех тестируемых групп.

Заключение. Особый интерес представляет дальнейшее изучение адаптогенного действия ПГ в сочетании с АСТА в составе липидного модуля при сравнении с аналогичным эффектом традиционных фосфолипидов.

Ключевые слова:липидный модуль, астаксантин, плазмалогены, адаптационный потенциал, стресс, липидный профиль

Для цитирования: Сидорова Ю.С., Петров Н А., Зорин С.Н., Саркисян В.А., Мазо В.К., Кочеткова А.А. Новый функциональный пищевой ингредиент - липидный модуль, источник астаксантина и плазмалогенов // Вопр. питания. 2019. Т. 88, № 1. С. 49-56. doi: 10.24411/0042-8833-2019-10005.

Недостаточное потребление рыбы и морепродуктов, сочетающееся с высоким потреблением растительных масел, приводит к несбалансированности соотношения полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК) ω-3/ПНЖК ω-6 и является фактором риска многих алиментарно-зависимых заболеваний. Функциональные пищевые продукты с высоким содержанием длинноцепочечных ПНЖК семейства ω-3 [докозагексаеновой (ДГК) и эйкозапентаеновой] способны в определенной степени нивелировать избыток насыщенных жиров и ПНЖК семейства ω-6 в питании человека. ДГК (22:6 ω-3) необходима для нормального функционирования мозга, является основной ПНЖК в клеточных мембранах нервных клеток, обеспечивает защиту нервной ткани от окислительного стресса, оказывает противовоспалительное действие при неврологических заболеваниях. При недостаточном поступлении ДГК с пищей ее концентрация в мозге уменьшается. Недостаток ДГК рассматривают в качестве одного из факторов в этиологии депрессивных расстройств [1, 2]. При этом основным депо ДГК в мембранах клеток является специфический класс фосфолипидов - плазмалогенов (ПГ), отличающихся наличием простой эфирной связи, сопряженной с непредельной связью в sn-1 положении. В организме человека ПГ выполняют ряд важных биологических функций в качестве антиоксидантов и сигнальных молекул, снижение их уровня в организме является биомаркером развития ряда нейродегенеративных заболеваний и заболеваний обмена веществ [3]. При этом в настоящее время появляются новые исследования, свидетельствующие о потенциальной терапевтической значимости использования ПГ [4, 5]. Поскольку молекула ДГК потенциально является мишенью перекисного окисления, очевидна целесообразность ее включения в состав специализированных пищевых продуктов в сочетании с антиоксидантами. В нашем исследовании в качестве такого природного антиоксиданта был выбран каротиноид астаксантин (АСТА) [6, 7]. Структурно молекула АСТА представляет собой 2 иононовых кольца, соединенных полиеновой цепью. На каждом кольце присутствуют гидроксильная и кетоновая группы. Благодаря наличию сопряженных двойных связей в центре молекулы АСТА действует как антиоксидант. Эффекты АСТА могут усиливаться при употреблении с пищевыми маслами, богатыми ПНЖК семейства ю-3, например, такими, как рыбий жир, соевое, льняное, ореховое и миндальное масло. Включение АСТА в состав липидного модуля, помимо его антиоксидантных свойств, определяется множественностью проявлений биологической активности и многоплановым благоприятным влиянием на организм млекопитающих [8-12].

Цель исследования - изучение влияния модификации жирнокислотного состава рациона лабораторных животных в присутствии ПГ, АСТА и их сочетания на адаптационный потенциал животных в условиях стрессорного воздействия.

Материали методы

Объектом исследований являлся липидный модуль, содержащий 88,7% высокоолеинового подсолнечного масла, 6,3% кокосового масла и 5% масла микроводорослей Schizochytrium sp. Липидный модуль обеспечивал содержание ДГК на уровне не менее 80% от общего содержания ПНЖК семейства ω-3, общее содержание ПНЖК на уровне 6-11%, содержание ω-6 жирных кислот на уровне 2,5-9% и ω-3 жирных кислот - 1,5-2% от общего содержания жирных кислот.

В рамках выполнения работ был использован коммерческий препарат АСТА (AstaSana, суспензия 10%, DSM, Франция). Фосфолипиды экстрагировали из белого вещества мозга телят (до первого года жизни) в системе растворителей гексан : изопропанол [13], с последующим осаждением всей липидной фракции в холодном ацетоне (4°С). ПГ концентрировали как фракцию фосфатидилэтаноламина в этаноле согласно [14], с некоторыми модификациями: осажденную в ацетоне фракцию высушивали в вакууме, ресуспендировали в этаноле (соотношение 1:10 мас./об.) и диспергировали ультразвуком (30-60 с) до полного растворения. Обработанные ультразвуком образцы выдерживали в течение 1 ч в холодной бане (2-4 °C) и центрифугировали (8000g, 15 мин, 4 °C), супернатанты собирали и охлаждали до -27 °С в течение 2 ч с образованием липидного осадка (плазмалогенсодержащая фракция). Осадок центрифугировали (950g, 15 мин, 4 °С) и отбирали для исследований. Состав жирных кислот и жирных альдегидов (из ПГ) определяли методом газовой хроматографии [15].

Дизайн эксперимента. Эксперимент проведен с использованием 80 крыс-самцов линии Вистар с исходной массой тела 125±5 г, полученных из питомника лабораторных животных (филиал "Столбовая" ФГБУН "Научный центр биомедицинских технологий" ФМБА России). Исследования на животных выполнены в соответствии с приказом Минздравсоцразвития России от 01.04.2016 № 199н "Об утверждении Правил лабораторной практики" и требованиями ГОСТ Р 53434-2009 "Принципы надлежащей лабораторной практики".

Немаловажную роль в адаптации животных к стрессу вносят индивидуальные различия особей, что подтверждается результатами исследований [16, 17]. Один и тот же стрессорный фактор может приводить к возникновению различных ответных реакций у животных одной популяции [18]. И если не проводить предварительное разделение подопытных животных с учетом их индивидуальных различий, полученный в ходе эксперимента усредненный результат может оказаться недостоверным. В данном исследовании был применен экспериментальный подход, основанный на изначальном разделении крыс в зависимости от показателей их поведения в тесте "Открытое поле" (ОП) и "Приподнятый крестообразный лабиринт" (ПКЛ). В тесте ОП рассчитывали коэффициент активности (КА):

КА = ГА/(ЛП + ЛПц),

где ГА - горизонтальная активность (количество пересеченных периферических и центральных квадратов), ЛП - латентный период первого перемещения и ЛПц - латентный период выхода в центр [19]. Тестирование на ПКЛ проводили до начала кормления животных экспериментальными рационами и на 25-й день эксперимента. Рассчитывали отношение времени пребывания в открытых (ОР) и закрытых рукавах (ЗР) лабиринта. При тестировании в обоих тестах перемещение крыс регистрировали с помощью системы видеонаблюдения "Smart 3.0.04" (Panlab Harvard Apparatus, Испания).

По результатам обоих тестов отбраковывали наиболее пассивных и тревожных животных как, предположительно, наиболее подверженных стрессу [19]. В дальнейший эксперимент были отобраны 50 животных, которые были рандомизированы по 3 показателям (масса тела, КА и ОР/ЗР) в 5 групп (n=10).

Животные 1-й контрольной группы не принимали участия в физиологических тестах - контрольная интактная группа. Животные контрольных 1-й и 2-й групп в течение 30 сут получали изокалорийный и изоазотистый полусинтетический рацион [381 ккал/100 г сухого корма, 20,1% казеина по калорийности, 10% жира (смесь лярда и подсолнечного масла в массовом соотношении 1:1)]. В рационе крыс 3-й опытной группы растительное масло (50% жира в рационе) было заменено на липидный модуль, обогащенный АСТА. В рационе крыс 4-й опытной группы растительное масло было заменено на липидный модуль, обогащенный ПГ В рационе крыс опытной 5-й группы растительное масло было заменено на липидный модуль, обогащенный АСТА и ПГ. На начало эксперимента масса тела животных контрольных 1-й и 2-й групп и опытных 3-5-й групп составила, соответственно, 166,5±3,5; 166,5±3,3; 167,0±3,3; 165,0±2,9 и 166,5±3,3 г и не различалась. Животные получали корм и воду ad libitum, через день проводили учет поедаемости корма. Массу тела животных измеряли еженедельно.

Отношение ПНЖК ω-6 к ω-3 в контрольном рационе составило 135:1 Соотношение ПНЖК ω-6/ω-3 в рационе крыс опытных 3, 4, 5-й групп, получавших липидный модуль с различными биологически активными веществами, составило 5,2:1,0; при этом поступление ДГК составило 70,0±4 мг/сут на 1 кг массы тела. Поступление АСТА для опытных 3-й и 5-й групп составило 4,0±0,3 мг/сут на 1 кг массы тела. Поступление ПГ для опытных 4-й и 5-й групп составило 79,0±2,0 мг/сут на 1 кг массы тела. Значения получены расчетным путем с учетом поедаемости корма животными.

На 31-е сутки кормления животных подвергали тесту "Принудительное плавание". Для оценки физической выносливости и работоспособности крыс в условиях повышенного уровня стресса использовали модифицированную методику с применением грузов весом 10% от массы тела животного [20, 21].

Крысу с дополнительным грузом помещали в пластиковый цилиндр с водой. Крысы находились в цилиндрах до истощения, которым считался момент, когда животное полностью оставалось под водой в течение 10 с. Затем крысу быстро вынимали из воды и тщательно высушивали. Отмечали время от посадки животного в цилиндр до его истощения.

Через 24 ч предварительно анестезированных эфиром крыс (депривированных голодом в течение ночи) выводили из эксперимента путем декапитации и подвергали патологоанатомическому вскрытию для извлечения образцов печени. Собранную после декапитации животного кровь центрифугировали в течение 15 мин при 500g, сыворотку хранили при -20 °С.

Содержание кортикостерона в сыворотке крови определяли методом прямого конкурентного иммуноферментного анализа с использованием набора "Corticosterone EIA kit" (Immunodiagnostic System, Великобритания). В сыворотке крови на автоматическом биохимическом анализаторе "Konelab 20i" (Thermo Scientific, Финляндия) определяли содержание триглицеридов, холестерина (ХС), липопротеинов высокой плотности (ЛПВП). Содержание липопротеинов низкой плотности (ЛПНП) рассчитывали по формуле:

ЛПНП = 3/4 (ХС - ЛПВП).

В печени крыс методом газожидкостной хроматографии определяли состав жирных кислот в соответствии с ГОСТ Р 31663-2012 с некоторыми модификациями [7].

Статистическую обработку полученных результатов проводили с использованием пакета программ SPSS Statistics 20 (IBM, США), используя непараметрический ранговый критерий Манна-Уитни. Критический уровень значимости нулевой статистической гипотезы (p) принимали равным 0,05.

Результаты и обсуждение

Прирост массы тела крыс всех групп соответствовал скорости роста, характерной для животных данного вида и возраста. Прирост массы тела животных 1-й и 2-й контрольных групп и опытных 3-5-й групп достоверно между группами не различался и составил, соответственно, 91,5±4,3 и 78,2±6,7%, 90,5±5,9; 87,2±4,4 и 88,5±4,4%.

В табл. 1 представлены данные о жирнокислотном составе клеток печени животных.

Обогащение рациона ПНЖК, в частности ДГК, приводило к достоверному увеличению содержания ДГК и олеиновой мононенасыщенной жирной кислоты в печени крыс опытных групп при одновременном уменьшении содержания ПНЖК семейства ω-6 по сравнению с таковым у контрольных крыс 2-й группы. Все наблюдаемые изменения связаны с изменением жирнокислотного состава рациона за счет жировой основы липидного модуля.

В табл. 2 представлены результаты тестирования на приподнятом крестообразном лабиринте на начало эксперимента и после 25 сут кормления экспериментальными рационами. При вторичном тестировании поведение животных всех групп изменилось: животные мало перемещались из одного рукава лабиринта в другой, надолго оставаясь в закрытом рукаве лабиринта. Животные 3-й группы, получавшие липидный модуль, обогащенный АСТА, достоверно меньше времени проводили в открытых рукавах лабиринта по сравнению с первым тестированием, что может говорить о повышении тревожности животных данной группы. В наших предыдущих работах [6, 7] и в статьях других авторов [22, 23] ранее не было выявлено влияния АСТА на уровень тревожности крыс-самцов линии Вистар, что, возможно, было связано с отсутствием предварительного рандомизированного разделения животных по группам. Следует отметить, что введение в липидный модуль ПГ нивелировало данный эффект.

На 31-е сутки эксперимента в тесте "Принудительное плавание" до истощения максимальное среднее время плавания было зафиксировано у животных из 5-й группы, получавшей липидный модуль, обогащенный ПГ и АСТА, оно составило 271±54 с. Минимальное время плавания было у крыс из 4-й группы, получавшей липидный модуль, обогащенный ПГ, которое составило 150±12 с. Среднее время плавания для животных 2-й опытной группы составило 213±50 с, а для животных 3-й группы, получавших липидный модуль с АСТА, время составило 249±54 с. Разница между сравниваемыми группами недостоверна ввиду большого разброса данных.

В табл. 3 представлены результаты определения показателей липидного обмена.

Достоверных различий по показателям липидного профиля между интактными животными 1-й контрольной группы и стрессированными животными 2-й контрольной группы не выявлено, что подтверждает отсутствие влияния однократного стрессорного воздействия на липидный профиль сыворотки крови крыс-самцов линии Вистар. У животных всех опытных групп, получавших липидный модуль в различных модификациях, выявлено достоверное снижение концентрации общего ХС и ЛПНП по сравнению с уровнем у животных 2-й контрольной группы, что свидетельствует о гиполипидемическом действии липидного модуля как такового.

На рисунке приведены результаты определения концентрации кортикостерона в сыворотке крови животных после стрессорного воздействия принудительным плаванием до истощения.

Уровень основного стресс-маркера кортикостерона в сыворотке крови животных 2-й контрольной группы, подвергнутых стрессорному воздействию, был достоверно выше по сравнению с интактными животными 1-й контрольной группы. Полученный результат свидетельствует о том, что принудительное плавание до истощения является эффективной моделью стрессорного воздействия. Потребление животными липидного модуля, обогащенного АСТА, препятствовало повышению уровня кортикостерона в сыворотке крови животных (различия с интактной группой недостоверны), различия статистически значимы по сравнению с уровнем у стрес-сированных животных из 2-й контрольной группы.

Глюкокортикостероиды являются основными стрессмедиаторами общего адаптационного синдрома, действие которого направлено на защиту организма млекопитающих от чрезмерной (истощающей) реакции на стрессорное воздействие. Существует гипотеза, что адаптогены выступают в роли мягкого прострессора, снижая избыточное возрастание стресс-медиаторов при последующем стрессорном воздействии [24, 25]. Вышесказанное позволяет сделать вывод о благоприятном адаптогенном потенциале тестируемого липидного модуля, обогащенного АСТА.

Потребление ПГ в комплексе с липидным модулем не только не препятствовало повышению уровня корти-костерона в сыворотке крови, а наоборот, увеличивало его содержание по сравнению с животными обеих контрольных групп. При этом сочетанное действие липидного модуля и АСТА, по всей видимости, нивелировало отрицательный эффект ПГ на стрессоустойчивость животных, препятствуя увеличению уровня кортикостерона в сыворотке крови животных 5-й группы, нормализуя его концентрацию до уровня интактного 1-го контроля.

Повышение уровня кортикостерона в сыворотке крови крыс опытной группы, потреблявших ПГ и липидный модуль, богатый ДГК, без АСТА, по-видимому, было связано с накоплением продуктов окисления липидов в организме животных, что являлось дополнительным фактором стресса. При этом нивелирование негативного данного эффекта могло быть связано с прямым антиоксидантным действием АСТА в составе липидного модуля.

Заключение

Сочетанное действие липидного модуля, обогащенного ПГ и/или АСТА, имело выраженный гиполипидемический эффект, снижая в сыворотке крови концентрацию общего холестерина на фоне снижения содержания ЛПНП. В клетках печени животных, получавших липидный модуль, обогащенный ПГ и/или АСТА, содержание ДКГ (ПНЖК семейства ω-3) увеличивалось более чем в 3 раза при одновременном снижении содержания ω-6 линолевой кислоты в 2 раза. В тесте "Принудительное плавание" с грузом не выявлено увеличения работоспособности и выносливости всех тестируемых групп. Потребление животными липидного модуля, обогащенного АСТА, препятствовало повышению уровня кортикостерона в сыворотке крови животных после стрессорного воздействия (истощающая физическая нагрузка), снижая его до уровня интактных животных, оказывая ярко выраженный адаптогенный эффект.

Для дальнейшего использования в составе специализированных пищевых продуктов представляется перспективным использовать липидный модуль, обогащенный или только АСТА, или же смесью АСТА и ПГ Особый интерес представляет дальнейшее изучение адаптогенного действия ПГ при сочетании с АСТА в составе липидного модуля при сравнении с аналогичным эффектом традиционных фосфолипидов, таких как соевый и подсолнечный лецитины.

Финансирование. Исследование выполнено при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант № 14-16-00055).

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Литература

1. Chou in ard-Wat kins R., Lacombe R.J.S., Bazinet R.P. Mechanisms regulating brain docosahexaenoic acid uptake: what is the recent evidence? // Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 2017 Dec 4. doi: 10.1097/MCO.0000000000000440.

2. Echeverria F., Valenzuela R., Catalina Hernandez-Rod as M., Valenzuela A. Docosahexaenoic acid (DHA), a fundamental fatty acid for the brain: new dietary sources. Prostaglandins Leu-kot. Essent. Fatty Acids. 2017. Vol. 124. P. 1-10. doi: 10.1016/ j.plefa.2017.08.001.

3. Brites P., Waterham H.R., Wanders R.J.A. Functions and biosynthesis of plasmalogens in health and disease // Biochim. Biophys. Acta Mol. Cell Biol. Lipids. 2004. Vol. 1636, N 2. P. 219-231.

4. Hossain M.S., Mineno K., Katafuchi T. Neuronal orphan G-pro-tein coupled receptor proteins mediate plasmalogens-induced activation of ERK and Akt signaling // PloS One. 2016. Vol. 11, N 3. Article ID e0150846.

5. Ifuku M. et al. Anti-inflammatory/anti-amyloidogenic effects of plasmalogens in lipopolysaccharide-induced neuroinflammation in adult mice // J. Neuroinflamm. 2012. Vol. 9, N 1. P. 197.

6. Сидорова Ю.С., Саркисян В.А., Петров Н.А., Кочеткова А.А., Мазо В.К. Экспериментальная оценка эффективности липидного модуля, обогащенного докозогексаеновой кислотой и астаксантином // Бюл. экспер. биол. 2017. Т. 163, № 5. С. 652-656.

7. Сидорова Ю.С., Зорин С.Н., Петров Н.А., Макаренко М.А., Саркисян В.А., Мазо В.К. и др. Физиолого-биохимическая оценка обогащения рациона крыс докозагексаеновой кислотой и астаксантином // Вопр. питания. 2015. Т. 84, № 5. С. 46-55.

8. Barros M.P., Marin D.P., Bolin A.P. et al. Combined astaxanthin and fish oil supplementation improves glutathione-based redox balance in rat plasma and neutrophils // Chem. Biol. Interact. 2012. Vol. 197, N 1. P. 58-67. doi: 10.1016/j.cbi.2012.03.005.

9. Zuluaga M., Gueguen V., Letourneur D., Pavon-Djavid G. Astax-anthin-antioxidant impact on excessive Reactive Oxygen Species generation induced by ischemia and reperfusion injury // Chem. Biol. Interact. 2017. Vol. 279. P. 145-158. doi: 10.1016/ j.cbi.2017.11.012.

10. Kumar R., Salwe K.J., Kumarappan M. Evaluation of antioxidant, hypolipidemic, and antiatherogenic property of lycopene and astaxanthin in atherosclerosis-induced rats // Pharmacognosy Res. 2017. Vol. 9, N 2. P. 161-167. doi: 10.4103/0974-8490.204654.

11. Shibaguchi T., Yamaguchi Y., Miyaji N., Yoshihara T., Naito H., Goto K. et al. Astaxanthin intake attenuates muscle atrophy caused by immobilization in rats // Physiol. Rep. 2016. Vol. 4, N 15. Article ID e12885. doi: 10.14814/phy2.12885.

12. Deng Z.Y., Shan W.G., Wang S.F., Hu M.M., Chen Y. Effects of astaxanthin on blood coagulation, fibrinolysis and platelet aggregation in hyperlipidemic rats // Pharm. Biol. 2017. Vol. 55, N 1. P. 663-672.

13. Hara A., Radin N.S. Lipid extraction of tissues with a low-toxicity solvent // Anal. Biochem. 1978. Vol. 90, N 1. P. 420-426.

14. Wu Y., Wang T. Fractionation of crude soybean lecithin with aqueous ethanol // J. Am. Oil Chem. Soc. 2004. Vol. 81, N 7. P. 697-704.

15. Ingrand S.S. et al. Quantification of long-chain aldehydes by gas chromatography coupled to mass spectrometry as a tool for simultaneous measurement of plasmalogens and their aldehy-dic breakdown products // Anal. Biochem. 2000. Vol. 280, N 1. P. 65-72.

16. Бахмет А.А. Пептид вызывающий дельта-сон в динамике восстановления паховых лимфатических узлов у крыс с различной поведенческой активностью после стрессорного воздействия // Акад. журн. западной Сибири. 2015. Т. 1, № 56. С. 63-64.

17. Судаков К.В. Индивидуальная устойчивость к эмоциональному стрессу. М. : Горизонт, 1998. 268 c.

18. Юматов Е.А., Мещерякова О.А. Прогнозирование устойчивости к эмоциональному стрессу на основе индивидуального тестирования поведения // Журн. высш. нервн. деят. 1990. Т. 4, № 3. С. 575-579.

19. Коплик Е.В. Метод определения критерия устойчивости крыс к эмоциональному стрессу // Вестн. новых мед. технологий. 2002. Т. 9, № 1. С. 16-18.

20. Singh P.K., Chopra K., Kuhad A., Kaur I.P. Role of Lactobacillus acidophilus loaded floating beads in chronic fatigue syndrome: behavioral and biochemical evidences // Neurogas-troenterol. Motil. 2012. Vol. 24, N 4. P. 366-e170. doi: 10.1111/ j.1365-2982.2011.01861.

21. Polotow T.G., Vardaris C.V., Mihaliuc A.R., Gonsalves M.S., Pereira B., Ganini D. et al. Astaxanthin supplementation delays physical exhaustion and prevents redox imbalances in plasma and soleus muscles of Wistar rats // Nutrients. 2014. Vol. 6, N 12. P. 5819-5838.

22. Mehani R., Yadav V.K., Sankadia R. Anxiolytic potential of astax-anthin on experimental animal model // Int. J. Basic Clin. Pharmacol. 2016. Vol. 5, N 1. P. 131-134.

23. Mattei R, Polotow T.G., Vardaris C.V., Guerra B.A., Leite J.R., Otton R. et al. Astaxanthin limits fish oil-related oxidative insult in the anterior forebrain of Wistar rats: putative anxiolytic effects // Pharmacol. Biochem. Behav. 2011. Vol. 99, N 3. P. 349-355.

24. Panossian A., Wikman G. Effect of adaptogens on the central nervous system // Arq. Bras. Fitomed. Cient. 2005. Vol. 3, N 1. P 29-51.

25. Panossian A., Wikman G., Wagner H. Plant adaptogens III. Earlier and more recent aspects and concepts on their mode of action // Phytomedicine. 1999. Vol. 6, N 4. P. 287-300.

References

1. Chouinard-Watkins R., Lacombe R.J.S., Bazinet R.P. Mecha- 12. nisms regulating brain docosahexaenoic acid uptake: what is the recent evidence? Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 2017 Dec 4. doi: 10.1097/MC0.0000000000000440.

2. Echeverria F., Valenzuela R., Catalina Hernandez-Rodas M., Valenzuela A. Docosahexaenoic acid (DHA), a fundamental fatty acid 14. for the brain: New dietary sources. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 2017; 124: 1-10. doi: 10.1016/j.plefa.2017.08.001

3. Brites P., Waterham H.R., Wanders R.J.A. Functions and biosynthesis of plasmalogens in health and disease. Biochim Biophys Acta Mol Cell Biol Lipids. 2004; 1636 (2): 219-31.

4. Hossain M.S., Mineno K., Katafuchi T. Neuronal orphan G-protein coupled receptor proteins mediate plasmalogens-induced activation of ERK and Akt signaling // PloS One. 2016. Vol. 11, N 3. Article ID e0150846.

5. Ifuku M. et al. Anti-infl ammatory/anti-amyloidogenic effects of plasmalogens in lipopolysaccharide-induced neuroinfl ammation in adult mice // J. Neuroinfl amm. 2012. Vol. 9, N 1. P. 197.

6. Сидорова Ю.С., Саркисян В.А., Петров Н.А., Кочеткова А.А., Мазо В.К. Экспериментальная оценка эффективности липидного модуля, обогащенного докозогексаеновой кислотой и астаксантином // Бюл. экспер. биол. 2017. Т. 163, № 5. С. 652-656.

7. Sidorova Yu.S., Zorin S.N., Petrov N.A., Makarenko M.A., Sarkisyan V.A., Mazo V.K., et al. Physiological and biochemichal 20. evaluation of rats' diet enrichment with docosahexaenoic acid and astaxanthin. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2015; 84 (5): 46-55. (in Russian)

8. Barros M.P., Marin D.P, Bolin A.P, et al. Combined astaxanthin and fish oil supplementation improves glutathione-based redox balance in rat plasma and neutrophils. Chem Biol Interact. 2012; 197 (1): 58-67. doi: 10.1016/j.cbi.2012.03.005.

9. Zuluaga M., Gueguen V., Letourneur D., Pavon-Djavid G. Astax-anthin-antioxidant impact on excessive Reactive Oxygen Species generation induced by ischemia and reperfusion injury. Chem Biol Interact. 2017; 279: 145-58. doi: 10.1016/j.cbi.2017.11.012.

10. Kumar R., Salwe K.J., Kumarappan M. Evaluation of antioxidant, hypolipidemic, and antiatherogenic property of lycopene and astaxanthin in atherosclerosis-induced rats. Pharmacognosy Res. 2017; 9 (2): 161-7. doi: 10.4103/0974-8490.204654.

11. Shibaguchi T., Yamaguchi Y., Miyaji N., Yoshihara T., Naito H., Goto K., et al. Astaxanthin intake attenuates muscle atrophy caused by immobilization in rats. Physiol Rep. 2016; 4 (15): e12885. doi: 10.14814/phy2.12885.

12. Deng Z.Y., Shan W.G., Wang S.F., Hu M.M., Chen Y. Effects of astaxanthin on blood coagulation, fibrinolysis and platelet aggregation in hyperlipidemic rats. Pharm Biol. 2017; 55 (1): 663-72.

13. Hara A., Radin N.S. Lipid extraction of tissues with a low-toxicity solvent. Anal Biochem. 1978; 90 (1): 420-6.

14. Wu Y., Wang T. Fractionation of crude soybean lecithin with aqueous ethanol. J Am Oil Chem Soc. 2004; 81 (7): 697-704.

15. Ingrand S.S., et al. Quantification of long-chain aldehydes by gas chromatography coupled to mass spectrometry as a tool for simultaneous measurement of plasmalogens and their aldehydic breakdown products. Anal Biochem. 2000; 280 (1): 65-72.

16. Bahmet A.A. Peptide causing delta sleep in the dynamics of restoration of inguinal lymph nodes in rats with different behavioral activity after stress. Akademicheskiy zhurnal Zapadnoy Sibiri [West Siberia Academic Journal]. 2015; 1 (56): 63-4. (in Russian)

17. Sudakov K.V. Individual resistance to emotional stress. Moscow: Gorizont, 1998: 268 p. (in Russian)

18. Yumatov E.A., Metscheryakova O.A. Predicting resistance to emotional stress based on individual behavior testing. Zhurnal vysshey nervnoy deyatel’nosti im. I.P. Pavlova [Journal of Higher Nervous Activity named after I.P. Pavlov]. 1990; 4 (3): 575-9. (in Russian)

19. Koplik E.V. Method for determining the criterion for the resistance of rats to emotional stress. Vestnik novykh meditsinskikh tekh-nologiy [Bulletin of New Medical Technologies]. 2002; 9 (1): 16-8. (in Russian)

20. Singh P.K., Chopra K., Kuhad A., Kaur I.P. Role of Lactobacillus acidophilus loaded floating beads in chronic fatigue syndrome: behavioral and biochemical evidences. Neurogastroenterol Motil. 2012; 24 (4): 366-e170. doi: 10.1111/j.1365-2982.2011.01861.

21. Polotow T.G., Vardaris C.V., Mihaliuc A.R., Gonsalves M.S., Pereira B., Ganini D., et al. Astaxanthin supplementation delays physical exhaustion and prevents redox imbalances in plasma and soleus muscles of Wistar rats. Nutrients. 2014; 6 (12): 5819-38.

22. Mehani R., Yadav V.K., Sankadia R. Anxiolytic potential of astaxanthin on experimental animal model. Int J Basic Clin Pharmacol. 2016; 5 (1): 131-4.

23. Mattei R, Polotow T.G., Vardaris C.V., Guerra B.A., Leite J.R., Otton R., et al. Astaxanthin limits fish oil-related oxidative insult in the anterior forebrain of Wistar rats: putative anxiolytic effects. Pharmacol Biochem Behav. 2011; 99 (3): 349-55.

24. Panossian A., Wikman G. Effect of adaptogens on the central nervous system. Arq Bras Fitomed Cient. 2005; 3 (1): 29-51.

25. Panossian A., Wikman G., Wagner H. Plant adaptogens III. Earlier and more recent aspects and concepts on their mode of action. Phytomedicine. 1999; 6 (4): 287-300.