Определение фталатов в соковой продукции методом высокоэффективной жидкостной хроматографии/масс-спектрометрии

Резюме



В статье приведены результаты исследований по определению стойких органических загрязнителей окружающей среды - фталатов в соковой продукции отечественного производства методом высокоэффективной хроматографии/масс-спектрометрии (ВЭЖХ/МС/МС) с применением твердофазной экстракции в качестве способа пробоподготовки. Селективное определение фталатов в фруктово-овощных соках методом ВЭЖХ/МС/МС обеспечивается за счет мониторинга родительских и дочерних ионов, образующихся при ионизации молекул изучаемых соединений в режиме электростатического распыления, и обращенно-фазового хроматографического разделения изомеров на колонке. Анализ образцов соковой продукции показал присутствие 11 фталатов из 13 анализируемых в диапазоне концентраций от 0,4 до 59,26 мг/дм3. Максимальная сумма фталатов определена в соках с мякотью 31,9-59,26 мг/дм3 (упаковка тетрапак), минимальное содержание фталатов 0,4 мг/дм3 установлено в ароматизированном напитке (упаковка из полиэтилентерефталата) и 1 мг/дм3 - в фруктово-овощном нектаре (стеклянная тара). В основной массе образцов присутствуют от 3 до 8 фталатов с суммарным содержанием 0,4-5,82 мг/дм3. К наиболее распространенным загрязнителям проанализированных образцов относятся ди-н-октилфталат, обнаруженный в 100% проб, динонилфталат и ди(2-этилгексил)фталат, присутствующие в 70-80% проб. Максимальная интенсивность загрязнения образцов соков отмечена для ди-н-октилфталата, ди(2-этилгексил)фталата, диизононилфталата и диизобутилфталата.

Ключевые слова:высокоэффективная жидкостная хроматография, масс-спектрометрический анализ, соковая продукция, фталаты

Вопр. питания. 2018. Т. 87, № 6. С. 117-124. doi: 10.24411/0042-8833-2018-10073.

Одним из основных направлений государственной экономической политики в сфере обеспечения продовольственной безопасности РФ является контроль соответствия качества продуктов требованиям нормативных документов [1, 2]. Наряду с показателями пищевой ценности пищевые продукты должны отвечать установленным нормативными документами требованиям к допустимому содержанию опасных для здоровья веществ, в том числе химических соединений, относящихся к экотоксикантам и стойким органическим загрязнителям [2]. Актуальной задачей является развитие системы риск-ориентированного государственного надзора за безопасностью продуктов, включающего в число контрольно-надзорных мероприятий идентификацию опасности пищевых продуктов, в том числе микробиологической, паразитологической, радиационной и химической [3].

К приоритетным загрязнителям окружающей среды и пищевых продуктов относятся фталаты - синтетические соединения, представляющие группу диэфиров ортофталевой кислоты (диалкильные или алкилариловые сложные эфиры 1,2-бензолдикарбоновой кислоты) [4-7]. Фталаты широко используются в промышленности в качестве пластификаторов для придания эластичности предметам из поливинилхлорида и других полимеров при производстве товаров промышленного, бытового, медицинского и пищевого назначения [4].

В организм человека фталаты поступают главным образом с загрязненной пищей, менее значимы ингаляционный и кожный пути. Вредное влияние фталатов на человека проявляется в нарушении функции эндокринной системы, синтеза инсулина, репродуктивной токсичности, нарушении развития плода, повышении риска ожирения, возникновения аллергических реакций и бронхиальной астмы у детей [8-12].

Существует несколько источников загрязнения пищевых продуктов и сырья фталатами: контакт с загрязненными объектами окружающей среды, биоконцентрирование по пищевой цепи, заводская переработка продукции с использованием оборудования, содержащего фталаты, в том числе гибких шлангов, пластиковых трубопроводов, емкостей и т.п., миграция из упаковочных материалов [13-17].

Исследования, проводимые в последние десятилетия в области оценки качества пищевых продуктов, свидетельствуют о контаминации сырья и готовых к употреблению пищевых продуктов фталатами. По данным зарубежных источников, максимальное загрязнение фруктов и овощей приходится на долю дибутилфталата (ДБФ) и ди(2-этилгексил)фталата (ДЭГФ) из 15 наиболее распространенных фталатов [18-20], в соковой продукции чаще других и в наибольших концентрациях определяются диэтилфталат (ДЭФ), ДБФ и ДЭГФ [21, 22]. По разным источникам, концентрации фталатов в соках определяются от долей микрограмма до десятков миллиграммов на литр. Данные о содержании фталатов в овощных и фруктовых соках, производимых на территории РФ, отсутствуют.

Цель исследования - определение содержания 13 фталатов и их изомеров в соковой продукции с использованием метода высокоэффективной жидкостной хроматографии в сочетании с масс-спектрометрическим детектированием (ВЭЖХ/МС/МС).

Материал и методы

Анализ фталатов в соковой продукции проводили на жидкостном хроматографе Agilent 1200 с МС-детектором с тройным квадруполем LC/MS 6460, насосом для градиентного элюирования, автосамплером, термостатом колонок (Agilent Technologies, США). Ионизацию осуществляли электростатическим распылением (ESI) в режиме положительной полярности. Параметры работы МС-детектора для анализа фталатов: скорость потока газа-осушителя (азота) 11 л/мин, температура газа-осушителя 300 °С, давление в распылителе 15 psi, напряжение на капилляре 4000 В, тип сканирования -мониторинг множественных реакций (MRM). Работа ЖХ/ МС-системы и обработка полученных данных проводилась в автоматизированном режиме управления на базе программы MassHunter Workstation Software (Version B.06.00 Build 6.0.6025.3 SP3) (Agilent Technologies, США).

Идентификацию и количественное определение диметилфталата (ДМФ), ДЭФ, дипропилфталата (ДПрФ), диизобутилфталата (ДиБФ), ди-н-бутилфталата (ДнБФ), бензилбутилфталата (ББФ), дипентилфталата (ДПенФ), дигексилфталата (ДГекФ), дигептилфталата (ДГепФ), ДЭГФ, ди-н-октилфталата (ДнОФ), ди-н-нонилфталата (ДнНФ), диизононилфталата (ДиНФ) проводили с использованием аналитических стандартов (Sigma-Al-drich, США) (чистота реактивов 98,0-99,9%); из них готовили стандартные смеси разбавлением аналитов в ацетонитриле (LC-MS, Scharlau, Испания).

Смесь фталатов и их изомеров разделяли в обращенно-фазном варианте ВЭЖХ на колонке Poroshell 120 EC C18 длиной 100 мм и внутренним диаметром 2,1 мм, размером частиц 2,7 мкм (Agilent Technologies, США) в режиме градиентного элюирования смесью ацетонитрила и воды с начальным содержанием ацетонитрила в подвижной фазе 50% (объемная доля) и увеличением до 100% ацетонитрила к 30-й минуте. В период с 20-й по 23-ю минуту задается режим изокра-тического элюирования с целью разделения ББФ и изомеров ДнБФ и ДиБФ, имеющих близкое время удерживания. С 30-й до 50-ю минуту подача 100% ацетонитрила в изократическом режиме обеспечивает приемлемое время выхода группы "тяжелых" фталатов с коэффициентами разделения более 1. С 55-й по 70-ю минуту задается начальный режим элюирования для установления равновесия колонки перед следующим анализом (табл. 1). Температура термостата колонки 25 °С.

Образцы соковой продукции российского производства для исследований были приобретены в розничной продаже в магазинах Перми. Все образцы являются восстановленными в основном из концентрированного сока или смеси концентрированных пюре и сока, реже из пюре. Содержание основного продукта в исследуемых образцах составляло 10-25% (данные представлены на упаковке). Для восстановления концентратов сока использована очищенная вода. Тара для соков представлена 3 типами упаковочного материала: тетрапак (микс картон, бумага/картон + пластик + алюминий) (образцы № 1-6, 8), полиэтилентерефталат (образцы № 7 и 9), бутыли из бесцветного стекла со стальной крышкой (образец № 10).

Подготовку проб к анализу проводили методом твердофазной экстракции (ТФЭ) с использованием универсальных картриджей Oasis HLB 6СС, изготовленных из полипропилена. Картридж предварительно промывали, пропуская через него 3 см3 ацетонитрила и 3 см3 дистиллированной воды, наносили на картридж 10 см3 образца сока, промывали картридж с нанесенной пробой 3 см3 5% водного раствора ацетонитрила, слив отбрасывали. Извлечение фталатов с сорбента проводили пропусканием через картридж 3 см3 ацетонитрила. Аликвоту в количестве 2 мкм3 анализировали методом ВЭЖХ/МС/ МС в режиме MRM. Образцы соков, содержащих мякоть (растительные волокна фруктов и овощей), центрифугировали 10 мин со скоростью вращения 4000 об/мин, отбирали верхний слой и проводили твердофазную экстракцию. Степень экстракции изучаемых фталатов из соковой продукции методом ТФЭ составила 82-85%.

Для получения достоверных результатов, исключающих ложноположительные значения содержания фталатов в соковой продукции, в каждой серии анализов, параллельно с образцами, исследовали холостые пробы. В качестве холостой пробы использовали экстракт, полученный методом ТФЭ аналогично анализируемым образцам, без наличия матрицы (сока). В данном случае учитывались максимально все возможные источники повторного загрязнения образцов фталатами, включающие в том числе элюирование из полипропиленового картриджа, присутствие микроколичеств фталатов в ацетонитриле и дистиллированной воде. С целью минимизации положительных артефактов использовали стеклянную посуду, которую выдерживали при температуре 400 °С в муфельной печи в течение 4 ч, при остывании закрывали фольгой, непосредственно перед использованием ополаскивали ацетонитрилом (LC-MS) и подсушивали. При построении градуировочных кривых в качестве холостой пробы анализировали ацетонитрил для LC-MS.

Для количественного определения фталатов и их изомеров в соковой продукции строили градуировочные зависимости сигнала детектора (площадь пика TIC, усл. ед.) от концентрации индивидуальных фталатов в ацетонитриле (мг/дм3) с применением метода абсолютной градуировки. Детектирование пиков родительских и дочерних ионов проводили методом регистрации множественных реакций. Градуировку осуществляли по площадям хроматографических пиков основных дочерних ионов, имеющих максимальную интенсивность сигнала. При наличии фталатов в холостой пробе учитывали их содержание при построении градуировки. Нижний предел определения (НПО) в соковой продукции (мг/дм3): ДМФ - 0,006, ДЭФ - 0,003, ДПрФ - 0,0008, ББФ - 0,0015, ДнБФ - 0,0003, ДиБФ - 0,02, ДПенФ - 0,0008, ДГекФ -0,0003, ДГепФ - 0,0009, ДЭГФ - 0,008, ДнОФ - 0,012, ДнНФ - 0,03, ДиНФ - 0,0045.

Метрологическая характеристика методики измерения концентрации фталатов в соковой продукции выполнена в соответствии с требованиями ГОСТ Р ИСО 5725-2002 (1-6 части) "Точность (правильность и прецизионность) методов и результатов измерений". Относительное среднеквадратическое отклонение воспроизводимости и относительная погрешность определения ДМФ составили соответственно 12,4 и 28%, ДЭФ - 9,5 и 29%, ДПФ - 12,5 и 28,7%, ББФ - 9,9 и 23,6%, ДнБФ - 14,6 и 30%, ДиБФ - 10,8 и 28,9%, ДПенФ -8,7 и 24,2%, ДГекФ - 9,1 и 23,7%, ДГепФ - 9,9 и 23,6%, ДЭГФ - 13,8 и 30%, ДнОФ - 11,6 и 28,9%, ДнНФ - 11,3 и 26%, ДиНФ - 12,4 и 25%.

Построение градуировочных графиков и расчет концентраций фталатов в соковой продукции проводили с использованием пакета программ Microsoft Office Excel 2003.

Результаты и обсуждение

В ходе анализа стандартных образцов методом ВЭЖХ/МС/МС с использованием программы "Optimizer" установлены время удерживания, состав родительских и дочерних ионов, а также значения оптимальных показателей напряжения фрагментора и энергии ячейки соударения для качественного и количественного определения индивидуальных фталатов (табл. 2, см. рисунок).

Результаты анализа фталатов в соковой продукции от разных производителей представлены в табл. 3.

Фталаты обнаружены во всех образцах. Из 13 анализируемых соединений в образцах присутствуют 11 фталатов в широком диапазоне концентраций - от 0,01±0,004 до 29,5±10,6 мг/дм3, что согласуется с данными литературы о содержании фталатов в соковой продукции. Так, при анализе содержания 6 фталатов в образцах апельсинового сока, упакованного в бутыли из поливинилхлоридного пластика, методом ВЭЖХ с извлечением фталатов из образцов сока способом ТФЭ было установлено присутствие в образцах 2 из 6 изучаемых фталатов - ДЭФ и ДЭГФ в концентрации 0,38 и 0,66 мг/дм3 соответственно [22]. I. Al-Saleh и R. Elkhatib в ходе анализа 6 фталатов (ДМФ, ДЭФ, ДнБФ, ББФ, ДЭГФ и ДнОФ) в яблочном соке методом газовой хроматографии/масс-спектрометрии с использованием при подготовке проб твердофазной микроэкстракции определили присутствие ДЭФ, ДнБФ, ББФ, ДЭГФ и ДнОФ с максимальным содержанием в соке ДЭФ с концентрацией 0,009±0,001 мг/дм3 и минимальным количеством ДнОФ в среднем 0,0005±0,002 мг/дм3 [21]. При исследовании образцов мармелада, фруктового желе и сока, упакованных в пластиковую тару, на содержание ДМФ, ДЭФ, ДПФ, ББФ и дициклогек-силфталата методом ВЭЖХ/МС в сочетании с диф фузионной ТФЭ авторы обнаружили присутствие ББФ во всех образцах в диапазоне концентраций от 2,9 до 14,7 мг/кг, в 3 образцах - ДЭФ в диапазоне концентраций 0,49-1,2 мг/кг [23].

По сумме фталатов максимальные концентрации определены в образцах № 2 и 3 - 59,2±17,05 и 31,9± 4,87 мг/дм3 (соки с мякотью, упаковка тетрапак). Высокая суммарная концентрация фталатов в указанных образцах сформирована за счет высокого содержания в них ДиБФ и ДнОФ, а также присутствия еще 10 фталатов. Минимальное содержание суммы фта-латов установлено в 2 из 7 образцов, упакованных в бутыли из полиэтилентерефталатного пластика, - 0,4± 0,11 мг/дм3 в ароматизированном напитке (образец № 8) и 1,27±0,36 мг/дм3 в мультифруктовом нектаре (образец № 7), а также в фруктово-овощном нектаре из стеклянной бутыли 1,03±0,28 мг/дм3 (образец № 10). В основной массе образцов соковой продукции суммарное содержание фталатов определялось от 0,4 до 5,82 мг/дм3, количество обнаруженных фталатов - от 3 до 8. Медиана общего содержания фталатов в соках, расфасованных в коробки тетрапак, соответствовала 3,37 мг/дм3, в соках, упакованных в бутыли из полиэтилентерефталата, была равна 1,63 мг/дм3, в образце сока из стеклянной тары сумма фталатов составляла 1 мг/дм3.

В табл. 4 представлены диапазоны и средние геометрические значения концентраций фталатов, обнаруженных в образцах соковой продукции, а также частота присутствия фталатов в исследованных образцах.

Наиболее распространенный загрязнитель - ДнОФ, обнаружен в 100% проб, в 80-70% проб обнаружены ДиНФ и ДЭГФ. Высокая интенсивность загрязнения, рассчитанная как медиана выборки из проанализированных образцов, характерна для таких фталатов, как ДнОФ, ДЭГФ, ДНФ, ДиБФ и ДиНФ (см. табл. 4). В единичных случаях в образцах соков обнаружены ДПенФ и ДГекФ. ДМФ и ДПФ в проанализированных пробах не обнаружены.

Таким образом, анализ фталатов и их изомеров в образцах соковой продукции российских производителей методом ВЭЖХ/МС/МС выявил присутствие в них 11 соединений из 13 анализируемых. Основной вклад в загрязнение соков и сокосодержащих напитков вносят ДиОФ, ДЭГФ, ДНФ, ДиНФ и ДиБФ.

Результаты исследований могут быть использованы для изучения содержания индивидуальных фталатов в соковой продукции, для разработки гигиенических нормативов и оценки риска воздействия фталатов на здоровье человека при пероральном пути поступления.

Литература

1. Доктрина продовольственной безопасности Российской Федерации (утв. Указом Президента РФ от 30 января 2010 г. № 120).

2. Гигиенические требования безопасности и пищевой ценности пищевых продуктов. Санитарно-эпидемиологические правила и нормативы. СанПиН 2.3.2.1078-01. Утв. Главным государственным санитарным врачом РФ Г.Г. Онищенко 06 ноября 2001.

3. Зайцева Н.В., Май И.В., Сычик С.И., Федоренко Е.В. и др. Анализ правовой и методической базы риск-ориентированного надзора за продукцией, обращаемой на потребительском рынке: задачи и перспективы развития в Евразийском экономическом союзе // Анализ риска здоровью. 2017. № 4. С. 4-22.

4. Майстренко В.Н., Клюев Н.А. Эколого-аналитический мониторинг стойких органических загрязнителей. М. : БИНОМ. Лаборатория знаний, 2004. 323 с.

5. Review of Exposure Data and Assessments for Select Dialkyl Ortho-Phthalates. Prepared by: Versar, Inc. Exposure and Risk Assessment Division 6850 Versar Center. Springfield, VA 22151. 2010.

6. Leo M.L. Analysis of Endocrine Disrupting Compounds in Food. Iowa : Blackwell Publishing, 2011. 491 р.

7. Cao X. Phthalate esters in foods: sources, occurrence, and analytical methods // Compr. Rev. Food Sci. Food Saf. 2010. Vol. 9. P. 21-43.

8. Adibi J., Perera F., Jedrychowski W., Camann D. et al. Prenatal exposures to phthalates among women in New York City and Krakow, Poland // Environ. Health Perspect. 2003. Vol. 111, N 14. P. 1719-1722.

9. Albert O., Jegou B. A critical assessment of the endocrine susceptibility of the human testis to phthalates from fetal life to adulthood // Hum. Reprod. Update. 2014. Vol. 20, N 2. P. 231-249.

10. Braun J., Sathyanarayana S., Hauser R. Phthalate exposure and children’s health // Curr. Opin. Pediatr. 2013. Vol. 25, N 2. P. 247-254.

11. Valvi D., Casas M., Romaguera D., Monfort N. et al. Prenatal phthalate exposure and childhood growth and blood pressure: evidence from the Spanish INMA-Sabadell Birth Cohort Study // Environ. Health Perspect. 2015. Vol. 123, N 10. P. 1022-1029. doi: 10.1289/ehp.1408887.

12. Polanska K., Ligocka D., Sobala W., Hanke W. Phthalate exposure and child development: the Polish Mother and Child Cohort Study // Early Hum. Dev. 2014. Vol. 90, N 9. P. 477-485.

13. Committee on Toxicity of Chemicals in Food, Consumer Products and the Environment. COT Statement on Dietary Exposure to Phthalates - Data from the Total Diet Study (TDS). 2011. 28 p.

14. Sun J., Wu X., Gan J. Uptake and metabolism of phthalate esters by edible plants // Environ. Sci. Technol. 2015. Vol. 49. P. 8471−8478.

15. Giam C., Chan H., Neff G. Sensitive method for determination of phthalate ester plasticizers in open-ocean biota samples // Anal. Chem. 1975. Vol. 47, N 13. P. 2225-2229.

16. Jen J., Liu T. Determination of phthalate esters from food-contacted materials by on-line microdialysis and liquid chromatography // J. Chromatogr. A. 2006. Vol. 1130. P. 28-33.

17. Castle L., Gilbert J., Eklund T. Migration of plasticizer from poly(vinyl chloride) milk tubing // Food Addit. Contam. 1990. Vol. 7, N 5. P. 591-596.

18. Xin Sun, Wenwen Wang. Determination of 19 Phthalic Acid Esters (PAEs) in Vegetables Using Modified QuEChERS and Gas Chromatography-Triple Quadrupole Mass Spectrometry (GC/MS/MS). Application Note Agilent Technologies, Inc. 2014. URL: www.agilent.com/chem .

19. Wang Li-Xia, Kou Li-Juan, Pan Feng-Yun, Wang Ming-Lin. Determination of phthalates in vegetables by liquid chromatography-electrospray ionization mass spectrometry with matrix solid phase dispersion // Chin. J. Anal. Chem. 2007. Vol. 35, N 11. P. 1559-1564.

20. Du Q., Shen L., Jerz G., Winterhalter P. Di-2-ethylhexyl phthalate in the fruits of Benincasa hispida // Food Addit. Contam. 2006. Vol. 23. P. 552-555.

21. Al-Saleh I., Elkhatib R. Analysis of phthalates residues in apple juices produced in Saudi Arabia // Food Measure. 2014. Vol. 8. P. 373-380. doi: 10.1007/s11694-014-9202-7.

22. Guo Z., Wei D., Wang M., Wang S. Determination of six phthalic acid esters in orange juice packaged by PVC bottle using SPE and HPLC-UV: application to the migration study // J. Chromatogr. Sci. 2010. Vol. 48. P. 760-765.

23. Ma Y., Hashi Y., Ji F., Lin J. Determination of phthalates in fruit jellies by dispersive SPE coupled with HPLC-MS // J. Separ. Sci. 2010. Vol. 33. P. 251-257.

References

1. Food security doctrine of the Russian Federation (as approved by Decree of the President of the Russian Federation on the 30th of January 2010. No. 120). (in Russian)

2. Hygienic Requirements of Safety and Nutrition Value of Food stuff. Sanitary-epidemiological rules and standards. SanPiN 2.3.2.1078-01. Approved by the Chief state health officer of the Russian Federation G.G. Onischenko on the 6th of November 2001. (in Russian)

3. Zaytseva N.V., May I.V., Sychik S.I., Fedorenko Е.V., et al. Analysis of the legal and methodological base on risk-oriented supervision over products in the consumer market: challenges and prospects for the development of the Eurasian Economic Union. Analiz riska zdorov’yu [Health Risks Analysis]. 2017; (4): 4-22. (in Russian)

4. Maistrenko V.N., Klyuyev N.А. Ecological and analytical monitoring of persistent organic pollutants. Moscow: BINOM. Laboratirya znaniy, 2004: 323 p. (in Russian)

5. Review of Exposure Data and Assessments for Select Dialkyl Ortho-Phthalates. Prepared by: Versar, Inc. Exposure and Risk Assessment Division 6850 Versar Center. Springfield, VA 22151. 2010.

6. Leo M.L. Analysis of endocrine disrupting compounds in food. Iowa: Blackwell Publishing, 2011: 491 р.

7. Cao X. Phthalate esters in foods: sources, occurrence, and analytical methods. Compr Rev Food Sci Food Saf. 2010; 9: 21-43.

8. Adibi J., Perera F., Jedrychowski W., Camann D., et al. Prenatal exposures to phthalates among women in New York City and Krakow, Poland. Environ Health Perspect. 2003; 111 (14): 1719-22.

9. Albert O., Jegou B. A critical assessment of the endocrine susceptibility of the human testis to phthalates from fetal life to adulthood. Hum Reprod Update. 2014; 20 (2): 231-49.

10. Braun J., Sathyanarayana S., Hauser R. Phthalate exposure and children’s health. Curr Opin Pediatr. 2013; 25 (2): 247-54.

11. Valvi D., Casas M., Romaguera D., Monfort N., et al. Prenatal phthalate exposure and childhood growth and blood pressure: evidence from the Spanish INMA-Sabadell Birth Cohort Study. Environ Health Perspect. 2015; 123 (10): 1022-9. doi: 10.1289/ehp.1408887.

12. Polanska K., Ligocka D., Sobala W., Hanke W. Phthalate exposure and child development: the Polish Mother and Child Cohort Study. Early Hum Dev. 2014; 90 (9): 477-85.

13. Committee on Toxicity of Chemicals in Food, Consumer Products and the Environment. COT statement on dietary exposure to phthalates - data from the Total Diet Study (TDS). 2011: 28 p.

14. Sun J., Wu X., Gan J. Uptake and metabolism of phthalate esters by edible plants. Environ Sci Technol. 2015; 49: 8471−8.

15. Giam C., Chan H., Neff G. Sensitive method for determination of phthalate ester plasticizers in open-ocean biota samples. Anal Chem. 1975; 47 (13): 2225-9.

16. Jen J., Liu T. Determination of phthalate esters from food-contacted materials by on-line microdialysis and liquid chromatography. J Chromatogr A. 2006; 1130: 28-33.

17. Castle L., Gilbert J., Eklund T. Migration of plasticizer from poly(vinyl chloride) milk tubing. Food Addit Contam. 1990; 7 (5): 591-6.

18. Xin Sun, Wenwen Wang. Determination of 19 Phthalic Acid Esters (PAEs) in Vegetables Using Modified QuEChERS and Gas Chromatography-Triple Quadrupole Mass Spectrometry (GC/MS/MS). Application Note Agilent Technologies, Inc. 2014. URL: www.agilent.com/chem .

19. Wang Li-Xia, Kou Li-Juan, Pan Feng-Yun, Wang Ming-Lin. Determination of phthalates in vegetables by liquid chromatography-electrospray ionization mass spectrometry with matrix solid phase dispersion. Chin J Anal Chem. 2007; 35 (11): 1559-64.

20. Du Q., Shen L., Jerz G., Winterhalter P. Di-2-ethylhexyl phthalate in the fruits of Benincasa hispida. Food Addit Contam. 2006; 23: 552-5.

21. Al-Saleh I., Elkhatib R. Analysis of phthalates residues in apple juices produced in Saudi Arabia. Food Measure. 2014; 8: 373-80. doi: 10.1007/s11694-014-9202-7.

22. Guo Z., Wei D., Wang M., Wang S. Determination of six phthalic acid esters in orange juice packaged by PVC bottle using SPE and HPLC-UV: application to the migration study. J Chromatogr Sci. 2010; 48: 760-5.

23. Ma Y., Hashi Y., Ji F., Lin J. Determination of phthalates in fruit jellies by dispersive SPE coupled with HPLC-MS. J Separ Sci. 2010; 33: 251-7.