Влияние кверцетина на защитный потенциал крыс при повышенном содержании фруктозы в рационе

Резюме

Целью исследования было изучение в эксперименте на крысах влияния квер­цетина на показатели защитного потенциала организма при повышенном содержании фруктозы в рационе. Крысы контрольной группы в течение 20 нед получали полусинтетический (п/с) рацион и воду; животные 1-й опыт­ной группы - п/с рацион и 20% раствор фруктозы вместо питьевой воды; 2-й опытной группы - п/с рацион с кверцетином (0,1% от массы корма) и 20% раствор фруктозы вместо питьевой воды. В плазме крови и печени крыс изучали показатели антиоксидантного статуса [общая антиоксидантная активность (АОА), содержание малонового диальдегида (МДА) и гидропереки­сей липидов, уровень восстановленного и окисленного глутатиона, активность супероксиддисмутазы, каталазы, глутатионпероксидазы, параоксоназы-1, гемоксигеназы-1, NAD(Р)Н-хиноноксидоредуктазы], активность ферментов метаболизма ксенобиотиков [CYP1A1, CYP1A2, CYP2B1, CYP3A, UDP-глюкуронозилтрансферазы (UDP-ГТ) и глутатионтрансферазы]. Потребление рациона с высоким содержанием фруктозы приводило к изменениям отдельных показа­телей: уменьшению АОА в плазме крови, снижению АОА и уровня МДА, неседиментируемой активности лизосомальных ферментов, повышению активности UDP-ГТ в печени. Включение кверцетина в рацион не оказывало воздействия на изученные показатели, кроме более выраженного понижения неседиментируемой активности ферментов лизосом в печени крыс. Результаты исследования свидетельствовали об отсутствии существенного влияния кверцетина на защитный потенциал крыс на начальной стадии ожирения, вызванного повы­шенным содержанием фруктозы в рационе.

Ключевые слова:кверцетин, фруктоза, ферменты антиоксидантной защиты, ферменты метаболизма ксенобиотиков, ферменты лизосом

Вопр. питания. 2018. Т. 87, № 5. С. 6-12. doi: 10.24411/0042-8833-2018-10047.

Избыточное поступление фруктозы с рационом, как полагают, является одной из основных причин высокой распространенности метаболических заболе­ваний (в том числе ожирения, сахарного диабета 2 типа, неалкогольной жировой болезни печени) среди насе­ления развитых стран мира. Фруктоза по химической структуре относится к моносахаридам и в наибольшем количестве поступает в организм человека с саха­ром, медом и пищевыми продуктами, изготовленными с использованием высокофруктозного кукурузно­го сиропа (газированные напитки, зерновые завтраки и др.). Один из возможных механизмов метаболичес­ких нарушений, вызванных повышенным поступлением фруктозы с рационом, может быть связан с развитием окислительного стресса [1].

Основными элементами защиты клетки от развития окислительного стресса являются ферменты антиоксидантной защиты и низкомолекулярные антиоксиданты. Супероксиддисмутазу (СОД), каталазу (КАТ) и глутатионпероксидазу (ГП) относят к ключевым антиоксидант-ным ферментам, обеспечивающим защиту клетки от действия активных форм кислорода. Параоксоназа-1 (ПОН-1) препятствует окислению липидов, входящих в состав липопротеинов высокой и низкой плотности. Гемоксигеназа-1 (ГО-1) катализирует превращение гема, который является прооксидантным соединением, в билирубин, оказывающий антиоксидантное действие в отношении супероксидных и пероксильных радикалов. NAD(P)H-хиноноксидоредуктаза (ХР) участвует в вос­становлении хинонов до гидрохинонов, предотвращая образование активных форм кислорода вследствие окислительно-восстановительных циклических транс­формаций хинонов. Глутатион является одним из наибо­лее важных внутриклеточных антиоксидантов, участву­ющих в поддержании окислительно-восстановительного равновесия в клетке.

Наряду с системой антиоксидантной защиты важную роль в обеспечении защитного потенциала организма играют ферменты метаболизма ксенобиотиков, кото­рые осуществляют детоксикацию и метаболическую активацию поступающих с рационом чужеродных со­единений. Основными ферментами I фазы метабо­лизма ксенобиотиков являются обладающие различной субстратной специфичностью изоформы цитохрома Р450 (CYP1A1, CYP1A2, CYP2B1, CYP3A), II фазы - UDP-глюкуронозилтрансфераза (UDP-ГТ) и глутатионтрансфераза (ГТ).

Полагают, что выраженное влияние на антиоксидантный статус и ферменты метаболизма ксенобиотиков могут оказывать полифенольные соединения расти­тельного происхождения. Кверцетин является одним из наиболее распространенных полифенолов пищи. Величина его поступления с рационом (черный и зеле­ный чай, яблоки, репчатый лук и др.) зависит от нацио­нальных традиций и индивидуальных особенностей питания. Расчетное среднее потребление кверцетина значительно варьирует у жителей различных стран и составляет от 0,16 до 32,79 мг/сут [2]. Эффекты кверцетина на антиоксидантный статус и ферменты метаболизма ксенобиотиков активно изучают, при этом результаты исследований часто являются противо­речивыми.

Цель работы - изучение в эксперименте на крысах влияния кверцетина на показатели защитного потенци­ала организма при повышенном содержании фруктозы в рационе.

Материал и методы

Исследование проводили на 3 группах крыс-самцов Вистар (по 8 животных в группе с исходной массой тела 135-165 г), полученных из питомника филиала "Стол­бовая" ФГБУН "Научный центр биомедицинских техно­логий" ФМБА. В работе с крысами придерживались ре­комендаций "Международные руководящие принципы биомедицинских исследований на животных", разрабо­танных Советом международных научных медицинских организаций (2012 г.), и соответствующего руковод­ства [3]. Животных содержали по 2 особи в пластиковых клетках при температуре 20-24 °С и искусственном осве­щении с равной продолжительностью ночного и дневного периодов.

В течение 20 нед крысы контрольной группы полу­чали стандартный полусинтетический рацион [энерге­тическая ценность - 4,2 ккал/г; содержание белков : жиров (лярд : подсолнечное масло - 1:1) : углеводов -19:22:59 (%) по калорийности] и воду; животные 1-й опытной группы - стандартный рацион и 20% раствор фруктозы вместо питьевой воды; крысы 2-й опытной группы - стандартный рацион с до­бавлением кверцетина (Q4951, Sigma-Aldrich, США) в количестве 0,1% от массы сухого корма и 20% рас­твор фруктозы вместо питьевой воды. Расчетное среднесуточное поступление кверцетина составило 34 мг/кг массы тела, что было эквивалентно дозе ~400 мг для человека [4] и сопоставимо с дозами по­лифенола, используемыми в модельных эксперимен­тах на животных и исследованиях на добровольцах. Корм, воду и раствор фруктозы животные получали ad libitum. Животных выводили из эксперимента декапитацией под эфирной анестезией с предваритель­ным (за 16 ч) лишением корма и заменой раствора фруктозы на питьевую воду. Количество висцераль­ного жира оценивали по массе эпидидимальной и забрюшинной жировой ткани.

Для оценки антиоксидантного статуса в плазме крови и печени определяли с использованием стандартных методик общую антиоксидантную активность (АОА), активность ПОН-1, уровень маркеров перекисного окис­ления липидов [малонового диальдегида (МДА) и гид­роперекисей липидов]; в печени изучали содержание восстановленной (GSH) и окисленной (GSSG) форм глутатиона, активность КАТ, СОД, ГП, ГО-1, ХР [5-12]. Определение концентрации мочевой кислоты в плазме крови проводили с помощью автоматического биохи­мического анализатора "Konelab 20i" (Thermo Fisher Scientific Oy, Финляндия) и реактивов фирмы "Spinreact" (Испания).

В печени определяли активность ферментов I фазы метаболизма ксенобиотиков [этоксирезоруфиндеалкилазы (CYP1A1), метоксирезоруфиндеалкилазы (CYP1A2), пентоксирезоруфиндеалкилазы (CYP2B1), 6-тестосте-ронгидроксилазы (CYP3А)] и II фазы (ГТ и UDP-ГТ) [13, 14].

Стабильность мембран лизосом оценивали по уровню неседиментируемой активности лизосомальных фер­ментов в печени - арилсульфатаз А и В, β-галактозидазы и β-глюкуронидазы [6].

Полученные данные представляли в виде среднего арифметического (M) и стандартной ошибки среднего (m) - (M±m). Для установления статистически значимых (р<0,05) различий между группами применяли однофакторный дисперсионный анализ (ANOVA) и метод Tukey в качестве post-hoc теста после предварительной про­верки на нормальность распределения (тест Shapiro-Wilk) и равенство дисперсий (тесты Brown-Forsythe и Bartlett).

Результаты и обсуждение

Включение 20% раствора фруктозы в состав рациона крыс опытных групп приводило к повышению его общей энергетической ценности в 1,5 раза по сравнению с кон­трольной группой (табл. 1). При этом было отмечено сни­жение потребления корма (в том числе белка и жиров) на 20% в 1-й опытной группе и на 17% во 2-й.

Замена питьевой воды на 20% раствор фруктозы приводила к увеличению массы тела и относительной массы печени крыс вне зависимости от наличия кверцетина в составе рациона (табл. 2). При этом повышение уровня висцерального жира (на 21%; р=0,48), не дости­гающее, однако, уровня статистической значимости, можно рассматривать в качестве начальных признаков развития ожирения.

У крыс 1-й опытной группы было выявлено сниже­ние АОА (на 16%) и уровня мочевой кислоты (на 27%) в плазме крови, АОА (на 10%) в печени без значи­мого изменения активности изученных ферментов антиоксидантной защиты или содержания GSH и GSSG по сравнению с показателями контрольной группы (табл. 3). Наряду с этим было отмечено снижение уровня МДА в печени (на 12%) при отсутствии су­щественных изменений в содержании гидропереки­сей липидов. Полученные данные свидетельствовали об отсутствии выраженных признаков окислительного стресса у крыс при повышенном содержании фрук­тозы в рационе, что также было отмечено и в других работах, где не было установлено ее влияние на активность в печени СОД [15-17], КАТ [17, 18] и ГП [15, 17], а также на транскрипционный фактор Nrf2, стимулирующий экспрессию генов ферментов ГО-1 и ХР [18]. Выявленное снижение под действием фрук­тозы АОА плазмы крови, наиболее вероятно, было следствием уменьшения концентрации мочевой кис­лоты, с которой связывают около 60% величины данного показателя [19].

Фруктоза не оказывала существенного влияния на функциональное состояние ферментов метаболизма ксенобиотиков, за исключением UDP-ГТ, активность которой повышалась на 73% у крыс 1-й опытной группы(табл. 4), что могло быть обусловлено более высоким содержанием гликогена в печени [20]. Сходные ре­зультаты были установлены и у крыс-самок Вистар, получавших вместо воды 30% раствор фруктозы: ак­тивность CYP1A1, CYP1A2, СYР2В1, CYP3A и ГТ зна­чимо не отличалась от показателей контрольной группы на 133-е сутки эксперимента [14]. В настоящей работе было выявлено статистически значимое снижение неседиментируемой активности арилсульфатаз (на 15%) и р-глюкуронидазы (на 18%) по сравнению с контролем (табл. 5).

Включение в состав высокофруктозного рациона квер­цетина не вызывало выраженных изменений в показате­лях антиоксидантного статуса (см. табл. 3). Вместе с тем можно отметить некоторое повышение АОА в плазме крови крыс, потреблявших кверцетин.

В печени крыс 2-й опытной группы отмечено возраста­ние активности ферментов метаболизма ксенобиотиков (преимущественно цитохромов Р450: CYP1A1 - на 44%, CYP1A2 - на 28%, CYP2B1 - на 30%, CYP3A - на 40%), которое, однако, не являлось статистически значимым (см. табл. 4). При этом было отмечено более выраженное снижение неседиментируемой активности лизосомальных ферментов, в особенности арилсульфатаз (на 24%) (см. табл. 5), что подтверждает данные, полученные ранее [21].

Установленное в настоящем исследовании отсутс­твие выраженного влияния кверцетина на защитный потенциал организма было продемонстрировано и в других работах. Так, у интактных крыс, получав­ших кверцетин в дозе 200 мг/кг массы тела в течение 14 дней, не выявлено статистически значимых разли­чий в концентрации МДА и гидроперекисей липидов в плазме крови, содержании GSH и GSSG, активности ГО-1 и ХР в печени по сравнению с контрольной груп­пой [21]. Поступление кверцетина в составе рациона (2 г/кг) в течение 22 дней не оказывало достоверного эффекта на маркеры перекисного окисления липидов, уровень GSH, активность КАТ, ГП, СОД и ХР в печени крыс [22].

Наряду с этим анализ данных литературы не позво­ляет сделать однозначный вывод о влиянии кверцетина на антиоксидантный потенциал организма и ферменты метаболизма ксенобиотиков. В исследованиях in vitro показано, что антиоксидантное действие полифенола может быть связано с непосредственной инактивацией свободных радикалов благодаря наличию в химической структуре кверцетина катехольной группы кольца В; 2,3-двойной связи, конъюгированной с 4-оксогруп-пой; гидроксильной группы в положении 3и5 [23], а также опосредованной транскрипционными факторами Nrf2 и АР-1 активацией ферментов антиоксидантной защиты [24]. Выступая в роли лиганда транскрипцион­ного фактора AhR, кверцетин мог повышать экспрессию генов и активность отдельных ферментов метаболизма ксенобиотиков [25]. Следует отметить, что в экспери­ментах in vivo антиоксидантные эффекты кверцетина были обнаружены в основном на моделях индуциро­ванного окислительного стресса [26, 27] в отличие от работ, проведенных на интактных животных [21, 22]. Различия в условиях проведения эксперимента (в том числе вид животных, доза полифенола, продолжитель­ность кормления) также могли модулировать эффекты кверцетина.

Таким образом, на основании полученных в настоя­щем исследовании результатов можно сделать вывод об отсутствии существенного влияния кверцетина на защитный потенциал крыс на начальной стадии ожире­ния, вызванного повышенным содержанием фруктозы в рационе.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутс­твие конфликтов интересов.

Научно-исследовательская работа по подготовке рукописи проведена за счет средств субсидии на выполнение государственного задания в рамках Программы фундаментальных научных исследований государственных академий наук на 2013-2020 годы (тема № 0529-2014-0051).

Литература

1. Zhang D.M., Jiao R.Q., Kong L.D. High dietary fructose: direct or indirect dangerous factors disturbing tissue and organ functions // Nutrients. 2017. Vol. 9, N 4. P. 335.

2. Тутельян В.А., Лашнева Н.В. Биологически активные вещества растительного происхождения. Флаванолы и флавоны: рас­пространенность, пищевые источники, потребление // Вопр. питания. 2013. № 1. С. 4-22.

3. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. Washington, DC : National Academies Press (US), 2011. URL: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK54050/doi: 10.17226/12910.

4. Руководство по экспериментальному (доклиническому) изу­чению новых фармакологических веществ. 2-е изд., перераб. и доп. / под общ. ред. Р.У. Хабриева. М. : Медицина, 2005. 832 с.

5. Кравченко Л.В., Аксенов И.В., Авреньева Л.И., Бекетова Н.А., Тру­сов Н.В., Гусева Г.В. Влияние полиненасыщенных жирных кислот ω-3 на некоторые показатели антиоксидантного потенциала крыс // Вопр. питания. 2013. № 2. С. 4-9.

6. Аксенов И.В., Трусов Н.В., Авреньева Л.И., Гусева Г.В., Лашнева Н.В. и др. Влияние рутина на активность ферментов антиоксидантной защиты и метаболизма ксенобиотиков в печени крыс при разном содержании жира в рационе // Вопр. питания. 2014. 5. С. 4-11.

7. Nishikimi M., Appaji N., Yagi K. The occurrence of superoxide anion in the reaction of redusedphenazinemethosulfate and molecular oxygen // Biochem. Biophys. Res. Connum. 1972. Vol. 46, N 2. P. 849-854.

8. Aebi H. Catalase in vitro // Methods Enzymol. 1984. Vol. 105. P. 121-126.

9. Flohe L., Gunzler W.A. Assays of glutathione peroxidase // Methods Enzymol. 1984. Vol. 105. P. 114-121.

10. Anderson M.E. Determination of glutathione and glutathione disulfide in biological samples // Methods Enzymol. 1985. Vol. 113. P. 548-555.

11. Hermes-Lima M., Willmore W.G., Storey K.B. Quantification of lipid peroxidation in tissue extracts based on Fe(III)xylenol orange complex formation // Free Radic. Biol. Med. 1995. Vol. 19, N 3. P. 271-280.

12. Nourooz-Zadeh J. Ferrous ion oxidation in presence of xylenol orange for detection of lipid hydroperoxides in plasma // Methods Enzymol. 1999. Vol. 300. P. 58-62.

13. Трусов Н.В., Гусева Г.В., Аксенов И.В., Авреньева Л.И., Кравчен­ко Л.В., Тутельян В.А. Эффекты комбинированного действия ресвератрола и индол-3-карбинола // Бюл. экспер. биол. 2010. № 2. С. 174 179.

14. Апрятин С.А., Мжельская К.В., Трусов Н.В., Балакина А.С., Сото С.Х. и др. Сравнительная оценка витаминного статуса и биохимических маркеров развития метаболического синдрома на моделях грызунов, получающих рационы с высокими квота­ми различных легкоусвояемых углеводов // Вопр. питания. 2017. 6. С. 42-55.

15. Francini F., Castro M.C., Schinella G. et al. Changes induced by a fructose-rich diet on hepatic metabolism and the antioxidant sys­tem // Life Sci. 2010. Vol. 86, N 25-26. P. 965 971.

16. Giris M., Dogru-Abbasoglu S., Kumral A. et al. Effect of carnosine alone or combined with α-tocopherol on hepatic steatosis and oxidative stress in fructose-induced insulin-resistant rats // J. Physiol. Biochem. 2014. Vol. 70, N 2. P. 385-395.

17. Yilmaz Demirtas C., Bircan F.S., Pasaoglu O.T., Turkozkan N. The effects of resveratrol on hepatic oxidative stress in metabolic syn- drome model induced by high fructose diet // Bratisl. Lek. Listy. 2018. Vol. 119, N 1. P. 36-40.

18. Bagul P.K., Middela H., Matapally S. et al. Attenuation of insulin resis­tance, metabolic syndrome and hepatic oxidative stress by resveratrol in fructose-fed rats // Pharmacol. Res. 2012. Vol. 66, N 3. P. 260-268.

19. Benzie I.F., Strain J.J. The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of "antioxidant power": the FRAP assay // Anal. Biochem. 1996. Vol. 239, N 1. P. 70-76.

20. Banhegyi G., Garzo T., Antoni F., Mandl J. Glycogenolysis - and not gluconeogenesis - is the source of UDP-glucuronic acid for glucuronidation // Biochim. Biophys. Acta. 1988. Vol. 967, N 3. P. 429-435.

21. Балакина А.С., Аксенов И.В., Трусов Н.В., Гусева Г.В., Аврень­ева Л.И. и др. Влияние куркумина и кверцетина на показатели защитного потенциала крыс при их раздельном и совместном действии // Вопр. питания. 2017. 2. С. 14-22.

22. Wiegand H., Boesch-Saadatmandi C., Regos I. et al. Effects of quercetin and catechin on hepatic glutathione-S transferase (GST), NAD(P)H quinone oxidoreductase 1 (NQO1), and antioxidant enzyme activity levels in rats // Nutr. Cancer. 2009. Vol. 61, N 5. P. 717-722.

23. Bors W., Heller W., Michel C., Saran M. Flavonoids as antioxidants: determination of radical-scavenging efficiencies // Methods Enzymol. 1990. Vol. 186. P. 343-355.

24. Lee Y.J., Beak S.Y., Choi I.; Sung J.S. Quercetin and its metabolites pro­tect hepatocytes against ethanol-induced oxidative stress by activation of Nrf2 and AP-1 // Food Sci. Biotechnol. 2018. Vol. 27, N 3. P. 809-817.

25. Ciolino H.P., Daschner P.J., Yeh G.C. Dietary flavonols quercetin and kaempferol are ligands of the aryl hydrocarbon receptor that affect CYP1A1 transcription differentially // Biochem. J. 1999. Vol. 340, N 3. P. 715-722.

26. Su J.F., Guo C.J., Wei J.Y. et al. Protection against hepatic ischemiareperfusion injury in rats by oral pretreatment with quercetin // Biomed. Environ. Sci. 2003. Vol. 16, N 1. P. 1-8.

27. Olayinka E.T., Ore A., Adeyemo O.A. et al. Quercetin, a flavonoid antioxidant, ameliorated procarbazine-induced oxidative damage to murine tissues // Antioxidants (Basel). 2015. Vol. 4, N 2. P. 304-321.

References

1. Zhang D.M., Jiao R.Q., Kong L.D. High dietary fructose: direct or indirect dangerous factors disturbing tissue and organ functions. Nutrients. 2017; 9 (4): 335.

2. Tutel'ian V.A., Lashneva N.V. Biologically active substances of plant origin. Flavonols and flavones: prevalence, dietary sourses and consumption. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2013; 82 (1): 4-22. (in Russian)

3. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. Washington, DC: National Academies Press (US), 2011. URL: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK54050/doi: 10.17226/12910.

4. Khabriev R.U. (ed.). Guidelines for experimental (preclinical) studies of new pharmacological substances. 2nd ed. Moscow: Meditsina, 2005: 832 p. (in Russian)

5. Kravchenko L.V., Aksenov I.V., Avren'eva L.I., et al. Effects of omega-3 polyunsaturated fatty acids on antioxidant capacity in rats. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2013; 82 (2): 4-9. (in Russian)

6. Aksenov I.V., Trusov N.V., Avren'eva L.I., et al. Effects of rutin on the activity of antioxidant enzymes and xenobiotic-metabolizing enzymes in liver of rats fed diets with different level of fat. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2014; 83 (5): 4-11. (in Russian)

7. Nishikimi M., Appaji N., Yagi K. The occurrence of superoxide anion in the reaction of redusedphenazinemethosulfate and molecular oxygen. Biochem Biophys Res Connum. 1972; 46 (2): 849-54.

8. Aebi H. Catalase in vitro. Methods Enzymol. 1984; 105: 121-6.

9. Flohe L., Gunzler W.A. Assays of glutathione peroxidase. Methods Enzymol. 1984; 105: 114-21.

10. Anderson M.E. Determination of glutathione and glutathione disulfide in biological samples. Methods Enzymol. 1985; 113: 548-55.

11. Hermes-Lima M., Willmore W.G., Storey K.B. Quantification of lipid peroxidation in tissue extracts based on Fe(III)xylenol orange com­plex formation. Free Radic Biol Med. 1995; 19 (3): 271-80.

12. Nourooz-Zadeh J. Ferrous ion oxidation in presence of xylenol orange for detection of lipid hydroperoxides in plasma. Methods Enzymol. 1999; 300: 58-62.

13. Trusov N.V., Guseva G.V., Aksenov I.V., et al. Effects of com­bined treatment with resveratrol and indole-3-carbinol. Byulleten' eksperimental'noi biologii i meditsiny [Bulletin of Experimental Bio­logy and Medicine]. 2010; 149 (2): 174-9. (in Russian)

14. Apryatin S.A., Mzhel'skaya K.V., Trusov N.V., et al. Comparative evaluation of vitamin status and biochemical markers of metabolic syndrome on the models of rodents receiving rations with high quo­tas of different sugars. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2017; 86 (6): 42-55. (in Russian)

15. Francini F., Castro M.C., Schinella G., et al. Changes induced by a fructose-rich diet on hepatic metabolism and the antioxidant sys­tem. Life Sci. 2010; 86 (25-26): 965-71.

16. Giris M., Dogru-Abbasoglu S., Kumral A., et al. Effect of carnosine alone or combined with α-tocopherol on hepatic steatosis and oxidative stress in fructose-induced insulin-resistant rats. J Physiol Biochem. 2014; 70 (2): 385-95.

17. Yilmaz Demirtas C., Bircan F.S., Pasaoglu O.T., Turkozkan N. The effects of resveratrol on hepatic oxidative stress in metabolic syn­drome model induced by high fructose diet. Bratisl Lek Listy. 2018; 119 (1): 36-40.

18. Bagul P.K., Middela H., Matapally S., et al. Attenuation of insulin resistance, metabolic syndrome and hepatic oxidative stress by resveratrol in fructose-fed rats. Pharmacol Res. 2012; 66 (3): 260-8.

19. Benzie I.F., Strain J.J. The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of "antioxidant power": the FRAP assay. Anal Biochem. 1996; 239 (1): 70-6.

20. Banhegyi G., Garzo T., Antoni F., Mandl J. Glycogenolysis - and not gluconeogenesis - is the source of UDP-glucuronic acid for glucuronidation. Biochim Biophys Acta. 1988; 967 (3): 429-35.

21. Balakina A.S., Aksenov I.V., Trusov N.V., et al. The influence of sepa­rate and combined supplementation with curcumin and quercetin on the protective capacity in rats. Voprosy pitaniia [Problems of Nutri­tion]. 2017; 86 (2): 14-22. (in Russian)

22. Wiegand H., Boesch-Saadatmandi C., Regos I., et al. Effects of quercetin and catechin on hepatic glutathione-S transferase (GST), NAD(P)H quinone oxidoreductase 1 (NQO1), and antioxidant enzyme activity levels in rats. Nutr Cancer. 2009; 61 (5): 717-22.

23. Bors W., Heller W., Michel C., Saran M. Flavonoids as antioxidants: determination of radical-scavenging efficiencies. Methods Enzymol. 1990; 186: 343-55.

24. Lee Y.J., Beak, S.Y., Choi I. Sung J.S. Quercetin and its metabolites protect hepatocytes against ethanol-induced oxidative stress by activation of Nrf2 and AP-1. Food Sci Biotechnol. 2018; 27 (3): 809-17.

25. Ciolino H.P., Daschner P.J., Yeh G.C. Dietary flavonols quercetin and kaempferol are ligands of the aryl hydrocarbon receptor that affect CYP1A1 transcription differentially. Biochem J. 1999; 340 (3): 715-22.

26. Su J.F., Guo C.J., Wei J.Y., et al. Protection against hepatic ischemia-reperfusion injury in rats by oral pretreatment with quercetin. Biomed Environ Sci. 2003; 16 (1): 1-8.

27. Olayinka E.T., Ore A., Adeyemo O.A., et al. Quercetin, a flavonoid antioxidant, ameliorated procarbazine-induced oxidative damage to murine tissues. Antioxidants (Basel). 2015; 4 (2): 304-21.