Йессотоксины: оценка риска для здоровья населения. Обоснование регламентов содержания в морепродуктах

Резюме

Йессотоксин и его производные (около 90) выделены из водорослей, относящихся к видам Protoceratium reticulatum, Gonyaulax cf. Spinifera, Lingulodinium polyedrum и беспозвоночных организмов, питающихся этими водорослями. Некоторое время йессотоксины относились к группе диарейных токсинов. Впоследствии исследо­вания возможного влияния йессотоксинов на активность щелочной фосфатазы позволили исключить их из этой группы. Йессотоксин вызывает нарушение поступления кальция в клетки, что в свою очередь влияет на работу кальций-кальмодулиновой системы и, таким образом, отражается на гомеостазе орга­низма в целом. Показано, что йессотоксин индуцирует двухфазное изменение концентрации циклического аденозинмонофосфата - начальное увеличение с последующим относительным снижением - в течение нескольких минут после добавления токсина в культуру клеток лимфоцитов. Установлено влияние йессотоксина на иммунную систему, что выражается в увеличении количества цитокинов за счет повышения экспрессии кодирующих их генов. Йессотоксин влияет и на процессы клеточной адгезии через E-кадгерин и, таким образом, может быть фактором развития болезни Альцгеймера. Установлено, что йессотоксин вызывает развитие апоптоза. При этом индукция гибели клет­ки включает в данном случае все 3 механизма: апоптоз, параптоз и аутофагию. Острая токсичность йессотоксина составляет, по различным данным, от 100 до 500-750 мкг на 1 кг массы тела. Безопасный уровень при остром воздействии (acute reference dose, ARfD) йессотоксина - 25 мкг на 1 кг массы тела в сутки. Результаты анализов на содержание йессотоксинов в мясе моллюсков показали, что ни в одном из исследованных образцов содержание йессотоксинов не превысило 3,75 мг эквивалентов йессотоксинов на 1 кг мяса моллюсков. Данный уровень был принят Европейским союзом в качестве мак­симально допустимого содержания йессотоксина в моллюсках (Регламент ЕС № 786/2013). Представленные данные о механизме действия, токсичности и распространенности йессотоксинов делают необходимым введение регла­мента их содержания в морепродуктах, размещаемых на рынках Евразийского экономического союза.

Ключевые слова:йессотоксин, оценка рисков, механизмы действия, токсичность, регламентация содержания в моллюсках

Вопр. питания. 2018. Т. 87, № 3. С. 18-29.

В последние годы в питании населения России все большее место занимают морепродукты, в том числе отечественного производства. Однако они могут содержать и высокотоксичные соединения - фикотоксины, являющиеся природными загрязнителями море­продуктов, продуцируемыми морскими водорослями. Известно, что около 5000 видов водорослей (в основном это динофлагелляты и диатомовые водоросли) способ­ны к продукции фикотоксинов [1].

Фикотоксины могут вызывать острые пищевые от­равления, сопровождающиеся специфичной для раз­личных групп фикотоксинов клинической картиной. В соответствии с установленными данными фикотоксины ежегодно являются причиной от 50 тыс. до 500 тыс. случаев пищевых отравлений в мире. Смертность при отравлениях фикотоксинами от общего числа отравле­ний составляет 1,5%. Кроме того, фикотоксины цитотоксичны, нейротоксичны, а некоторые из них обладают канцерогенными свойствами. В то же время технологи­ческая обработка не приводит к полному разрушению фикотоксинов [1, 2].

В Российской Федерации случаи отравлений фикотоксинами в настоящее время не зарегистрированы. Данная ситуация объясняется недостаточной осведом­ленностью медицинского персонала и некачественным сбором эпидемиологического анамнеза о возможности отравления фикотоксинами при употреблении в пищу морепродуктов, неспецифичностью клинической кар­тины отравления при поступлении малых доз токсинов, отсутствием высокоэффективных прецизионных и се­лективных методов выявления и количественного оп­ределения некоторых фикотоксинов в морепродуктах, ограниченным перечнем фикотоксинов, регламентиру­емых в морепродуктах. Морепродукты, поступающие из других стран, законодательство которых предусматри­вает достаточно жесткий контроль за этой группой контаминантов, могут содержать фикотоксины в количест­вах, не превышающих установленные регламенты.

Несмотря на то что во многих странах мира уже организован мониторинг за загрязнением гидробионтов фикотоксинами [3, 4], в России еще не в полной мере сформирована нормативная и методическая база в отношении этих загрязнителей. В настоящее время за­конодательством Евразийского экономического союза в морепродуктах регламентируется содержание 3 фикотоксинов: сакситоксина, домоевой и окадаиковой кис­лот. В то же время международным законодательством и законодательством ряда стран регламентируются и некоторые другие фикотоксины [4-7]. Одной из таких групп фикотоксинов является йессотоксин и его произ­водные.

Йессотоксин и широкий спектр его производных выделены из диатомовых водорослей (Protoceratium reticulatum), динофлагеллятов, или динофитовых водо­рослей (Gonyaulax cf. Spinifera), одноклеточных бурых водорослей (Lingulodinium polyedrum) и беспозвоночных организмов, питающихся этими водорослями [8].

Йессотоксин является полиэфиром, состоящим из 11 смежных эфирных колец, ненасыщенной боковой цепи и 2 эфиров сульфата. Известно более 90 производ­ных йессотоксина. Однако только несколько десятков были полностью идентифицированы (рис. 1). Наиболее часто определяемыми в составе морепродуктов произ­водными йессотоксина являются: 1a-гомо-йессотоксин, 45-гидрокси-йессотоксин и 45-гидрокси-1a-гомо-йессотоксин. Йессотоксины представляют собой термоста­бильные соединения, и их количество не снижается в процессе термообработки моллюсков [8, 9].

Биологическая характеристика йессотоксинов

Йессотоксины имеют низкую степень абсорбции из желудочно-кишечного тракта [10], а данные о распреде­лении йессотоксинов в тканях высших животных и путях их экскреции отсутствуют. Некоторое время йессотоксины относились к группе диарейных токсинов, однако проведенные в дальнейшем исследования возможного влияния йессотоксинов на активность щелочной фосфатазы показали, что данная группа токсинов не является ингибиторами этого фермента, что позволило исклю­чить их из группы диарейных токсинов [8].

Йессотоксины в концентрации 10-6 М индуцируют увеличение содержания кальция в цитоплазме изоли­рованных лимфоцитов человека до 70 нМ в течение 2 мин. При этом установлено, что при добавлении в среду тапсигаргина (индуктора стресса эндоплазматического ретикулума) йессотоксины ингибируют каль­циевые каналы и препятствуют поступлению кальция в лимфоциты человека. Следовательно, йессотоксины могут регулировать поступление кальция в цитоплазму клеток в зависимости от различных условий [8, 9].

Нарушение поступления кальция в клетку, в свою очередь, влияет на кальций-кальмодулиновую систему, что отражается на гомеостазе организма в целом. Из­менения концентрации внутриклеточного Ca2+-связывающего белка можно считать ранним индикатором не­врологических нарушений, вызванных йессотоксинами. Аналогичное воздействие йессотоксинов отмечено на движение ионов кальция через клеточные мембраны в изолированных митохондриях при воздействии йессотоксина в концентрации 10-7 М. Этот эффект наблюдается при наличии в клетке микромолярных концентраций кальция. Влияние йессотоксина на проницаемость клеточных мембран подтверждена и в экспериментах на культуре интактных клеток печени крыс (in situ) при воздействии токсина в концентрации 10-7-10-6 М [8, 11].

При инкубации изолированных лимфоцитов чело­века с йессотоксином в концентрации 10-6-10-5 М из­меняется активность фосфодиэстеразы и содержание циклического аденозинмонофосфата (цАМФ). Было показано, что йессотоксин в клетках лимфоцитов ин­дуцирует двухфазное изменение концентрации цАМФ -начальное увеличение с последующим относительным снижением - в течение нескольких минут после добав­ления токсина в культуру клеток. Эксперименты, прово­димые с ингибиторами фосфодиэстеразы, позволили предположить, что наиболее вероятными мишенями йессотоксина являются Ca2+/кальмодулин-зависимые фосфодиэстеразы I типа. Механизм, приводящий к ак­тивации фосфодиэстеразы йессотоксином, включает начальное увеличение содержания кальция в цитозоле клетки, доступного для кальций-зависимой фосфодиэстеразы I типа, с последующим снижением внутрикле­точной концентрации цАМФ [12, 13]. Показано, что при воздействии йессотоксина в концентрации 10-6-10-5 М наблюдалось увеличение на 15-25% активности фосфодиэстеразы в нервных клетках головного мозга быков [12]. Предполагается, что функции лимфоцитов ингибируются агентами, которые увеличивают внут­риклеточную концентрацию цАМФ [14]. Было также установлено, что концентрации токсина, вызывающие снижение внутриклеточного содержания цАМФ, вы­зывали увеличение продуцирования интерлейкина-2 в лимфоцитах после 20-часового воздействия, что под­тверждает предположение о том, что йессотоксин может влиять на функционирование лимфоцитов [12]. В экс­периментах на клетках макрофагов линии J774 мышей было подтверждено влияние йессотоксинов на иммун­ную систему, что выражалось в повышении количества цитокинов за счет усиления экспрессии кодирующих их генов [15].

Йессотоксин влияет и на процессы клеточной адге­зии. Данное влияние осуществляется через E-кадгерин, который относится к кальций-зависимым белкам кле­точной адгезии. Он осуществляет механизмы регули­ровки межклеточной адгезии, клеточной подвижности и пролиферации эпителиальных клеток, нарушает про­ницаемость клеточной мембраны, является лигандом для интегрированного рецептора альфа-E/бета-7. Домен E-кадгерина CTF2 стимулирует неамилоидную дегра­дацию предшественника β-амилоида (APP), являюще­гося трансмембранным белком 1-го типа, ингибирует образование продуктов его амилоидного распада -С-концевых пептидов (С99 и С83), что в свою очередь может негативно повлиять на когнитивные функции организма [16-18]. Дефрагментация E-кадгерина наблюдалась после воздействия йессотоксином и на эпи­телиальные клетки кишечника человека в концентрации 10-10-10-9 М [19].

Было проведено несколько исследований in vitro с целью выяснения механизмов действия йессотоксина на клеточном уровне. Эти эксперименты подтвердили результаты морфологических исследований и показали высокую цитотоксичность йессотоксина.

Йессотоксин увеличивает активность каспазы 3 и 7 в клетках HeLa, снижает порог проницаемости митохондриальных мембран гепатоцитов крыс, вызывает нару­шение цитоскелета культуры клеток нейронов мозжечка и далее их апоптоз. На культурах клеток позвоночных животных показано, что эти эффекты связаны с умень­шением фагоцитарной активности и ингибирования созревания фагосом в макрофагальных клетках линии J774 [1, 20, 21].

Экспериментальные данные, полученные с исполь­зованием культур клеток IPLB-LdFB и NIH3T3, проде­монстрировали, что при воздействии йессотоксина микрофиламенты F-актина постепенно деполимеризуются в течение 48 ч. Кроме того, показано, что лизосомы являются первым клеточным компонентом, повреждае­мым йессотоксином вследствие увеличения концентра­ции Ca2+, что в конечном итоге способствует деполиме­ризации актина [1, 22-24].

В настоящее время общий механизм действия йессотоксина до конца не изучен. Вместе с тем имеющиеся данные о влиянии йессотоксина на кальций-кальмодулиновую систему позволяют предположить, что он воздействует на целый ряд процессов в организме человека.

Так, имеются данные о влиянии йессотоксина на ак­тивность фосфодиэстеразы (PDEs), уровень кальция и активность якорного домена митохондриальной киназы А, представляющего собой протеиновый комплекс (AKAPs). Определяющим для активации цАМФ является локализация фактора активации, состоящего из протеи­нового комплекса митохондриальной киназы А, фосфодиэстеразы и протеинкиназы А (AKAP-PDE-PKA) [20, 24]. Установлено существование нескольких видов AKAPs: ассоциированный с нейронами - AKAP 79, с органеллами - AKAP 149, с рецепторами мембран - AKAP 250, с матриксом нуклеотидов - AKAP 95. После инкуба­ции культуры клеток лейкемии К-562 в присутствии йессотоксина в цитозоле наблюдалось значительное снижение количества AKAP 149, что приводило к ги­бели клеток. Напротив, в свежевыделенных лимфо­цитах человека уровень AKAP 149 значительно по­вышался после их инкубации в присутствии токсина, что приводило к сохранению жизнеспособности клеток [20, 22-26].

Были проведены исследования по изучению ключе­вой роли комплекса AKAP-149-PKA-PDE4A в развитии эффектов воздействия йессотоксина. После инкубации культуры клеток в присутствии йессотоксина в течение 24 ч комплекс AKAP-149-PKA-PDE4A был локализован в плазматической мембране и наблюдалась активация процессов апоптоза. После 48 ч воздействия йессотоксина на культуру клеток данный комплекс локали­зовался в нуклеотидах. При этом процессы апоптоза не развивались. Данные эффекты не наблюдались в случае отсутствия AKAP 149 или PDE4A [20].

Протеинкиназа С - фермент, играющий роль в боль­шом количестве биологических процессов, в том числе в качестве активатора и ингибитора апоптоза. Акти­вация и транслокация в плазматическую мембрану цитозольной протеинкиназы С связаны в основном с уровнем содержания тау-белка (TAY) и β-амилоида [27]. Однако было показано, что при воздейс­твии йессотоксина на нейроны головного мозга, име­ющие мутацию, которая определяет развитие болезни Альцгеймера, активность протеинкиназы С не свя­зана с изменением активности фосфодиэстеразы и фосфокиназы А [11]. Таким образом, цАМФ, кальций, фосфодиэстераза, фосфокиназа С и AKAP 149, так же как и митохондрии, вовлечены в механизм действия йессотоксина [21, 28] (рис. 2).

Возможность развития апоптоза при поступлении йессотоксина была установлена в культуре клеток нейробластомы BE(2)-M17 [1]. Позже такие сообщения по­явились в отношении различных типов клеток, таких как опухолевые клетки линии HeLa S3, нейроны го­ловного мозга, миобласты линии L6 и BC3H1, фибробласты мышей линии NIH3T3, культура клеток почек (линия MDCK) и молочной железы (линия MCF-7), куль­туры клеток, выделенных из клеток печени больного гепатоцеллюлярной карциномой (линии HepG2, Bel7402 и HL7702) [1, 21-24, 28]. При этом уже через 24 ч после введения йессотоксина наблюдалась активация апоптоза на культуре клеток лейкемии линии K-562 [26].

Показано, что йессотоксин имеет выражен­ную цитотоксичность к линии тучных клеток базофильной лейкемии крыс RBL-2H3, участвующих в процессах воспаления, что может играть ключевую роль в развитии апоптоза. Вместе с тем введение йессотоксина мышам в дозах от 30 до 100 мкг на 1 кг массы тела с привитой меланомой, вызываемой лини­ями клеток RBL-2H3 и B16F10, способствовало уменьше­нию опухоли. Полученные результаты свидетельствуют о возможности использования йессотоксина для лече­ния и/или предупреждения нарушений обмена веществ и онкопатологий [29].

Принимая во внимание имеющиеся данные об акти­вации процессов апоптоза при поступлении йессотоксинов, можно сделать вывод о том, что индукция гибели клетки включает в данном случае все 3 механизма: апоптоз, параптоз и аутофагию (рис. 3) [21, 28].

Имеются сведения об иммунорегуляторной функции йессотоксина по отношению к клеткам EL-4 Т-лимфоцитов. В данном случае отмечена обратимая ре­гуляция Т-клеток при помощи активации рецепторного комплекса [30, 31]. С другой стороны, так же как и в случае с лекарственными препаратами, йессотоксин, воздействуя на цАМФ, снижает в культуре Т-клеток человека уровень интерлейкина-2 [32]. В то же время высвобождение цитокинов, таких как TNF-α, активи­руется в макрофагальных клетках линии J774 мышей. При этом токсин способствует снижению фагоцитарной активности [33]. В то же время в другом эксперименте у подопытных мышей в условиях стресса был отмечен рост фагоцитарной активности [1, 34]. В этом случае в процесс были вовлечены межклеточный кальций и цАМФ [1, 35]. При введении мышам токсина внутрибрюшинно отмечались структурные изменения клеток тимуса и иммунокомпетентных клеток [1]. Таким обра­зом, в клетках млекопитающих йессотоксин способен воздействовать на иммунную систему и/или иммунный ответ организма. Ключевую роль в формировании этого ответа имеет комплекс цAMФ/фосфокиназа А/фосфодиэстераза, которые также играют важную роль в акти­вации воспалительного процесса в клетках (например, в тучных клетках) [23, 28].

Йессотоксин также может индуцировать неапоптотическую гибель клеток в культуре миобластов ВС3Н1, первичных кортикальных нейронах и клетках глиомы [36, 37]. Недавно было установлено, что йессотоксин индуцирует митотическую катастрофу и генетичес­кие изменения, которые могут представлять интерес для контроля роста раковых опухолей [15, 19, 38]. При воздействии йессотоксина на клетки глиомы на­блюдались изменения в липидном и углеводном метабо­лизме клетки [37, 39], при этом выявлялось увеличение содержания холестерина [39]. Нарушение регуляции обмена липидов в клетках глиомы под воздействием токсина объясняется, по-видимому, стрессом, оказывае­мым на эндоплазматический ретикулум. Это оказывает воздействие на содержание холестерина и затем каль­ция в цитозоле. Стресс, оказываемый воздействием токсина на клетки, индуцирует увеличение скорости метаболизма в митохондриях [39].

Ранее сообщалось, что после воздействия йессотоксина в поджелудочной железе и печени наблюдалась элиминация жира и, таким образом, высказывается предположение о потенциальной возможности его ис­пользования в лечении и/или профилактике заболева­ний, связанных с нарушением метаболизма липидов и глюкозы [40].

Токсичность йессотоксина

Результаты исследований острой токсичности йессотоксина и его аналогов при внутрибрюшинном введении для мышей суммированы в таблице. Острая токсич­ность самого йессотоксина при этом пути введения варьирует от 100 до 500-750 мкг на 1 кг массы тела [22, 43-46]. Причины таких расхождений до настоящего времени не выяснены. На наш взгляд, разница значений токсичности для различных видов йессотоксинов зави­сит от особенностей их химической структуры. Данные о токсичности йессотоксинов для других видов живот­ных практически отсутствуют.

В некоторых странах при обнаружении йессотоксинов в пищевой продукции применяются следующие коэффициенты пересчета для определения токсической эквивалентности (TEF): йессотоксин - 1; 1a-гомо-йессотоксин - 1; 45-гидрокси-йессотоксин - 1 и 45-гид-рокси-1a-гомо-йессотоксин - 0,5. Данные коэффици­енты используются в качестве временной меры ввиду отсутствия достаточного количества информации о токсичности различных видов йессотоксинов [22, 44].

Проводимые экспериментальные исследования не выявили никаких значительных гистоморфологических изменений, вызванных введением йессотоксина мышам как при пероральном, так и при парентеральном введении. В остром и подостром эксперименте показано, что основным органом-мишенью является миокард [45]. В то же время имеющиеся результаты экспериментов по определению LD50 на мышах показывают, что гибели животных предшествовали симптомы, которые вклю­чали моторную дискоординацию и прыжки. Эти явления сопровождались повреждением нейронов головного мозга [46, 47].

При внутрибрюшинном введении йессотоксина сам­цам мышей линии Swiss CD1 в летальной дозе (420 мкг на 1 кг массы тела, вызывающей гибель животных в течение 2 ч) и сублетальной дозе (10 мкг на 1 кг массы тела - через 24 ч после внутрибрюшинного введе­ния) было показано, что мозжечок является наиболее чувствительной областью мозга при воздействии йессотоксина. После внутрибрюшинного введения йессотоксина мышам в сублетальной дозе были обнаружены выраженные морфофункциональные изменения в кле­точном слое Пуркинье коры мозжечка. Клетки были нерегулярно распределены, отмечались выраженные изменения компонентов цитоскелета. Структура нейроновых микротрубочек и нейрофиламентных структур была изменена на фоне снижения иммунореактивности к β-тубулину. В то же время йессотоксин не вызывал каких-либо значительных морфофункциональных моди­фикаций в других областях мозга [22, 48, 49].

Двенадцатиперстная кишка чувствительна к более высокой дозе йессотоксина (420 мкг на 1 кг массы тела). Несмотря на сохранение общей структуры ткани, в ней наблюдалось большое количество клеток крови (глав­ным образом лимфоцитов), проникших между ворсин­ками, а также соединительной и эпителиальной ткани слизистой оболочки кишечника и, кроме того, апоптоз клеток кишечника. Большее количество клеток, в ос­новном гранулоцитов и макрофагов, в эпителиальном слое и соединительной ткани проявляли выраженную иммунореактивность в отношении к интерлейкину-6 и TNF-α, в то время как число клеток, проявляющих активность по отношению к антителам интерлейкина-8 уменьшилось. Сублетальная доза йессотоксина не вы­зывала явных гистологических изменений в кишечнике и активности цитокинов [1, 38, 50].

В отличие от двенадцатиперстной кишки тимус ре­агировал на обе дозы йессотоксина. При введении сублетальной дозы (10 мкг на 1 кг массы тела) на­блюдались выраженные изменения морфологической структуры ткани. При введении йессотоксина в дозе 420 мкг на 1 кг массы тела в коре тимуса присутство­вали менее компактные участки с уменьшенным числом тимоцитов. В коре тимуса при введении указанных доз в большем проценте выявлялись апоптотические фенотипы клеток, в основном тимоцитов. При этом в коре тимуса значительно увеличивалась активность митоза. Полученные показатели активности митоза были сопоставимы при введении летальной и субле­тальной доз [1, 10, 14].

В целом данные А. Franchini и соавт. [1] свидетель­ствуют о том, что тимус и иммунная система явля­ются одними из основных мишеней йессотоксина при введении обеих концентраций, тогда как изменения в мозжечке обнаруживаются только при введении смер­тельной дозы. Неврологические нарушения, вызванные йессотоксином в остром эксперименте, могут рассмат­риваться как результат модификаций компонентов цитоскелета и уровней внутриклеточного Ca2+-связыва-ющего белка, наблюдаемых в клетках Пуркинье коры мозжечка [21]. Морфофункциональные изменения, ин­дуцированные в тимусе, сравнимы с теми изменени­ями, которые наблюдаются в опухолях тимуса [51, 52]. Этот факт подтверждает предположение о возмож­ной малигнизации клеток при поступлении данного токсина [1].

Следует также отметить, что при пероральном пос­туплении токсичность йессотоксинов менее выражена, чем при внутрибрюшинном введении. Йессотоксин и его производные не вызывают гибель мышей после перорального введения в дозе 1 мг на 1 кг массы тела и какого-либо токсического действия, за исключе­нием небольших ультраструктурных изменений в мио­карде [42]. Методом конфокальной спектроскопии установлено, что ультраструктурные изменения в миокарде возникали при пероральном введении йессотоксина в дозе 7,5 мг на 1 кг массы тела [22, 41]. Введение ток­сина перорально мышам в дозе 5 мг на 1 кг массы тела не вызывала такого эффекта.

Установлены низкая абсорбция йессотоксина при пероральном поступлении и факт того, что большая часть токсина при таком введении выявляется в содержимом толстой кишки и в фекалиях. Вместе с тем показана вероятность ультраструктурных изменений сердечной мышцы после внутрижелудочного, внутрибрюшинного и внутривенного введения йессотоксина крысам и мышам. Аналогичный эффект был обнаружен после совместного введения йессотоксина и окадаиковой кис­лоты. При совместном введении йессотоксина и азаспирацида 1 токсические проявления не обнаружены [14].

Данные о хронических эффектах йессотоксина в эк­спериментах на животных при любых путях введения отсутствуют, как и сведения о пищевых отравлениях, вызванных йессотоксинами у людей. На основании проведенных исследований доза йессотоксина 5 мг на 1 кг массы тела была утверждена в качестве дозы, не вызывающей кардиотоксических проявлений (NOAEL). Установлен также безопасный уровень при остром воздействии (ARfD) - 25 мкг на 1 кг массы тела в сутки [22, 41, 53]. Однако на сегодняшний день уровень допус­тимого суточного потребления йессотоксинов не уста­новлен. Молекулярные механизмы (токсикокинетика), лежащие в основе их токсичности, в настоящее время в достаточной степени не изучены.

Оценка уровней потребления. Регламенты содержания в пищевой продукции

По данным Европейского агентства по безопасности пищевых продуктов (European Food Safety Autority, EFSA) [22], йессотоксины были выявлены в 404 из 2477 об­разцов морепродуктов, отобранных в магазинах и су­пермаркетах, с неизвестным и, возможно, различным происхождением. При этом наибольшее количество случаев обнаружения йессотоксинов было в Германии (в 382 из 404 исследованных образцов), остальные 22 случая выявлены в Италии.

На основе данных, представленных 5 государствами -членами Европейского союза, был установлен наиболь­ший объем порции моллюсков, содержащих 1 мг/кг йессотоксина - 400 г. Такая порция эквивалентна пос­туплению йессотоксина в количестве 6,7 мкг на 1 кг массы тела для взрослого человека массой тела 60 кг. Полученное значение ниже безопасного уровня при остром воздействии (25 мкг на 1 кг массы тела) и со­ответствует 1500 мкг йессотоксина/сут на взрослого человека с массой тела 60 кг. Таким образом, по мнению EFSA, такая доза не представляет никакого риска для здоровья потребителей, и значение 1 мг/кг было принято в качестве максимально допустимой дозы йессотоксинов в мясе моллюсков.

Вместе с тем результаты проводимых анализов со­держания йессотоксинов в мясе моллюсков показали, что ни в одном из исследованных образцов содержание йессотоксинов не превысило 3,75 мг эквивалентов йессотоксинов на 1 кг мяса моллюсков.

В связи с этим EFSA пришла к выводу о том, что при потреблении 400 г моллюсков человеком со средней массой тела 60 кг безопасный уровень острого воз­действия не будет превышен [22]. Основываясь на этих данных, был установлен новый максимально допусти­мый уровень содержания йессотоксинов в моллюсках -3,75 мг/кг [54]. В международном законодательстве (Комиссия Кодекс Алиментариус) и законодательстве Евразийского экономического союза содержание йессотоксинов в морепродуктах в настоящее время не регламентируется.

Заключение

Представленные данные о механизме действия, ток­сичности и распространенности йессотоксинов делают необходимым введение регламента их содержания в морепродуктах, размещаемых на рынках Евразий­ского экономического союза.

Литература

1. Franchini A., Malagoli D., Ottaviani E. Targets and effects of yessotoxin, okadaic acid and palytoxin: a differential review // Mar. Drugs. 2010. Vol. 8. P. 658-677. doi: 10.3390/md8030658.

2. Berdaelt E., Fleming L.E., Goven R. Marine harmful algal blooms, human health and wellbeing: challenges and opportunities in the 21st century. HHS Public Access Author manuscript // J. Mar. Biol. Assoc. U.K. 2015. 62 p.

3. Marine Biotoxins. Rome : Food and Agriculture Organization of the United Nations, 2004. 229 p.

4. Report of the Joint FAO/IOC/WHO ad hoc Expert Consultation on Biotoxins in Bivalve Molluscs. Short Summary. Oslo, Norway, 26-30 September 2004. IOC/INF-1215 UNESCO 2005.-SC-2005/ WS/24. 8 p.

5. Regulation (EC) No 853/2004 of the European Parliament and of the Council of 29 April 2004 laying down specific hygiene rules for food of animal origin // OJ L 139, 30.4.2004, p. 55-205.

6. Product Inspection of Imported Fish. 5. Product Inspection. Cana­dian Food Inspection Agency. URL: http://inspection.gc.ca/food/fish-and-seafood/imports/product-inspection/eng/1360343085758/ 1360343335938?chap=5.

7. Wu H., Yao J., Guo M. et al. Distribution of marine lipophilic toxins in shellfish products collected from the Chinese market // Mar. Drugs. 2015. Vol. 13. P. 4281-4295. doi: 10.3390/md13074281.

8. Assessment and management of biotoxin risks in bivalve mollusks // FAO Fisheries and Aquaculture Technical Paper 551. Rome : Food and Agriculture Organization of the United Nations, 2011. 358 p.

9. Assunзao J., Guedes A.C., Malcata F.X. Biotechnological and pharmacological applications of biotoxins and other bioactive molecules from dinoflagellates // Mar. Drugs. 2017. Vol. 15. P. 393. doi: 10.3390/md15120393.

10. Paz B., Daranas A.H., Norte M. et al. Yessotoxins, a group of marine polyether toxins: an overview // Mar. Drugs. 2008. Vol. 6. P. 73-102. doi: 10.3390/md20080005.

11. Alonso E., Vale C., Vieytes M.R., Botana L.M. Translocation of PKC by yessotoxin in an in vitro model of Alzheimer's disease with improve­ment of tau and β-amyloid pathology // ACS Chem. Neurosci. 2013. Vol. 4. P. 1062-1070. doi: dx.doi.org/10.1021/cn400018y.

12. Alfonso A., De la Rosa, Vieutes M.R. et al. Yessotoxin, a novel phycotoxin, activates phosphodiesterase activity. Effect of yessotoxin on cAMP levels in human lymphocytes // Biochem. Pharmacol. 2003. Vol. 65, N 2. P. 193-208.

13. Mayer A.M., Rodmguez A.D. et al. Marine pharmacology in 2009­2011: marine compounds with antibacterial, antidiabetic, antifungal, anti-inflammatory, antiprotozoal, antituberculosis, and antiviral activities; affecting the immune and nervous systems, and other miscellaneous mechanisms of action // Mar. Drugs. 2013. Vol. 11. P. 2510-2573. doi: 10.3390/md11072510.

14. Sakai R., Swanson G.T. Recent progress in neuroactive marine natu­ral products // Nat. Prod. Rep. 2014. Vol. 31, N 2. P. 273-309. doi: 10.1039/c3np70083f.

15. Korsnes M.S., Hetland D.L., Espenses A. et al. Apoptotic events by yessotoxin in myoblast cell lines from rat and mouse // Toxicol. in Vitro. 2006. Vol. 20. P. 1077-1087.

16. Hulpiau P., van Roy F. Molecular evolution of the cadherin super-family // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2009. Vol. 41, N 2. P. 349-369. doi :10.1016/j.biocel.2008.09.027.

17. Baglietto-Vargas D., Medeiros R., Martinez-Coria H. et al. Mife­pristone alters APP processing to preclude Αβ and also reduces tau pathology // Biol. Psychiatry. 2013. Vol. 74, N 5. P. 357-366. doi: 10.1016/j.biopsych.2012.12.003.

18. Кухарский М.С., Овчинников Р.К., Бачурин С.О. Молекулярные аспекты патогенеза и современные подходы к фармакологичес­кой коррекции болезни Альцгеймера // Журн. неврол. и психи­атр. 2015. № 6. С. 103-114. doi: 10.17116/jnevro20151156103-114.

19. Wang L., Xiaokaiti Y., Wang G., Xu X. et al. Inhibition of PDE2 revers­es beta amyloid induced memory impairment through regulation of PKA/PKG-dependent neuro-inflammatory and apoptotic pathways // Sci. Rep. 2017. Vol. 7, N 1. Article ID 12044. doi: 10.1038/s41598-017-08070-2.

20. Ronzitti G., Callegari F., Malaguti C., Rossini G.P. Selective disruption of the E-cadherin-catenin system by an algal toxin // Br. J. Cancer. 2004. Vol. 90. P. 1100-1107. doi: 10.1038/sj.bjc.6601640.

21. Alfonso A., Vieytes M.R., Botana L.M. Yessotoxin, a promising therapeutic tool // Mar. Drugs. 2016. Vol. 14. P. 30. doi: 10.3390/md14020030.

22. Marine biotoxins in shellfish - Yessotoxin group. Scientific Opinion of the Panel on Contaminants in the Food chain (Question No EFSA-Q-2006-065D) // EFSA J. 2008. Vol. 907. P. 1-62.

23. Korsnes M.S. Yessotoxinas a tool to study induction of multiple cell death pathways // Toxins. 2012. Vol. 4. P. 568-579. doi: 10.3390/ toxins4070568.

24. Min Pang, Pei Qu, Chun-Lei Gao et al. Effect of yessotoxin on cytosolic calcium levels in human hepatocellular carcinoma cells in vitro // Biomed. Rep. 2014. Vol. 2. P. 93-96. doi: 10.3892/br.2013.202.

25. Cusick K.D., Sayler G.S. An overview on the marine neurotoxin, saxitoxin: genetics, molecular targets, methods of detection and ecological functions // Mar. Drugs. 2013. Vol. 11. P. 991-1018. doi: 10.3390/md11040991.

26. Fernandez-Araujo A., Sanchez J.A., Alfonso A. et al. Different toxic effects of YTX in tumor K-562 and lymphoblastoid cell lines // Front. Pharmacol. 2015. Vol. 6. P. 124. doi: 10.3389/fphar.2015. 00124.

27. Liu Z., Lv Y., Zhao N., Guan G., Wang J. Protein kinase R-like ER kinase and its role in endoplasmic reticulum stress-decided cell fate // Cell Death Dis. 2015. Vol. 6. Article ID e1822. doi: 10.1038/cddis.2015.183.

28. Korsnes M.S., Korsnes R. Lifetime distributions from tracking indi­vidual BC3H1 cells subjected to yessotoxin // Front. Bioeng. Biotechnol. 2015. Vol. 3. P. 166. doi: 10.3389/fbioe.2015.00166.

29. Tobio A. Yessotoxin, a marine toxin, exhibits anti-allergic and antitumoural activities inhibiting melanoma tumour growth in a preclinical model // PLoS One. 2016. Vol. 11, N 12. Article ID e0167572. doi: 10.1371/journal.pone.0167572.

30. Martin-Lopez A., Gallardo-Rodrigues, Sanchez-Miron A.S. et al. Immunoregulatory potential of marine algal toxins yessotoxin and okadaic acid in mouse T lymphocyte cell line EL-4 // Toxicol. Lett. 2011. Vol. 207. P. 167-172. doi: 10.1016/j .toxlet.2011.09.007.

31. Martin-Lopez A., Gallardo-Rodriguez J.J., Sanchez-Miron A. et al. Cytotoxicity of yessotoxin and okadaic acid in mouse T lymphocyte cell line EL-4 // Toxicon. 2012. Vol. 60. P. 1049-1056. doi: 10.1016/ j.toxicon.2012.07.008.

32. Alfonso A., Alfonso C. Pharmacology and mechanism of action: bio­logical detection // Seafood and Freshwater Toxins: Pharmacology, Physiology, and Detection. 2nd ed. / ed. L.M. Botana. Boca Raton : Taylor and Francis Group, 2008. P. 315-327.

33. Orsi C.F., Colombari B., Callegari F. et al. Yessotoxin inhibits phago­cytic activity of macrophages // Toxicon. 2010. Vol. 55. P. 265-273. doi: 10.1016/j.toxicon.2009.07.033.

34. Malagoli, D., Casarini L., Sacchi S., Ottaviani E. Stress and immune response in the mussel Mytilus galloprovincialis // Fish Shellfish Immunol. 2007. Vol. 23. P. 171-177. doi: 10. 1016/j.fsi.2006.10.004.

35. Malagoli D., Ottaviani E. Yessotoxin affects fMLP-induced cell shape changes in Mytilus galloprovincialis immunocytes // Cell Biol. Int. 2004. Vol. 28. P. 57-61. doi: org/10.1016/j.cellbi.2003.10.003.

36. Korsnes M.S., Espenes A., Hermansen L.C. et al. Cytotoxic respons­es in BC3H1 myoblast cell lines exposed to 1-desulfoyesso-toxin // Toxicol. in Vitro. 2013. Vol. 27. P. 1962-1969. doi: 10.1016/j.tiv.2013.06.012.

37. Botana L.M., Alfonso A., Vale C. et al. The mechanistic complexi­ties of phycotoxins: Toxicology of azaspiracids and yessotoxins // Advances in Molecular Toxicology / eds J.C. Fishbein, J. Heilman. Philadelphia : Elsevier, 2014. Vol. 8. P. 1-26.

38. Korsnes M.S., Korsnes R. Mitotic catastrophe in BC3H1 cells follow­ing yessotoxin exposure // Front. Cell Dev. Biol. 2017. Vol. 5. P. 30.doi: 10.3389/fcell.2017.00030.

39. Rubiolo J.A., Lopes-Alonso H., Martinez P. et al. Yessotoxin induces ER-stress followed by autophagic cell death in glioma cells medi­ated by mTOR and BNIP3 // Cell Signal. 2014. Vol. 26. P. 419-432.doi: 10.1016/j.cellsig.2013.10.004.

40. Terao K., Ito E., Oarada M. et al. Histopathological studies on experimental marine toxin poisoning-5. The effects in mice of yessotoxin isolated from Patinopecten yessoensis and of a desulfated derivative // Toxicon. 1990. Vol. 28. P. 1095-1104.

41. Rodriguez L.P., Gonzalez V., Anibal Martinez A. et al. Occurrence of lipophilic marine toxins in shellfish from Galicia (NW of Spain) and synergies among them // Mar. Drugs. 2015. Vol. 13. P. 1666­1687. doi:10.3390/md13041666.

42. Tubaro A., Sosa S., Carbonnato M. et al. Oral and intraperitoneal acute toxicity studies of yessotoxin and homoyessotoxins in mice // Toxicon. 2003. Vol. 41. P. 783-792.

43. Toxicity equivalence factors for marine biotoxins associated with bivalve mollusks // Technical paper on toxicity equivalency factors for marine biotoxins associated with bivalve molluscs. Rome : FAO/WHO, 2016. 108 p.

44. Tubaro A., Dell'ovo V., Sosa S., Florio C. et al. Yessotoxins: a toxicological overview // Toxicon. 2010. Vol. 56. P. 163-172. doi: 10.1016/ j.toxicon.2009.07.038.

45. Ferreiro S.F., Vilarino N., Carrera C. et al. Subacute cardiovascular toxicity of the marine phycotoxin azaspiracid-1 in rats // Toxicol. Sci. 2016. Vol. 151, N 1. P. 104-114. doi: 10.1093/toxsci/kfw025.

46. Wang D.-Z. Neurotoxins from marine dinoflagellates: a brief review // Mar. Drugs. 2008. Vol. 6. P. 349-371. doi: 10.3390/md20080016.

47. Munday R. Toxicology of seafood toxins: a critical review // Seafood and Freshwater Toxins: Pharmacology, Physiology and Detection. 3rd ed. / ed. L.M. Botana. Boca Raton : CRC Press, 2014. P. 197­290.

48. Franchini A., Marchesini E., Poletti R., Ottaviani T. Lethal and sub-lethal yessotoxin dose-induced morpho-functional alterations in intraperitoneal injected Swiss CD1 mice // Toxicon. 2004. Vol. 44, N 1. P. 83-90. doi: 10.1016/j.toxicon.2004.04.012.

49. Lucke-Wold Br. P., Turnera R.C., Logsdon A.F. et al. Common mechanisms of Alzheimer's disease and ischemic stroke: the role of protein kinase C in the progression of age-related neurodegeneration // J. Alzheimers Dis. 2015. Vol. 43, N 3. P. 711-724. doi: 10.3233/JAD-141422.

50. Ferron P.-J., Dumazeau K., Jean-Franзois Beaulieu J.-F. et al. Com­bined effects of lipophilic phycotoxins (okadaic acid, azapsiracid-1 and yessotoxin) on human intestinal cells models // Toxins. 2016. Vol. 8. P. 50. doi: 10.3390/toxins8020050.

51. Wang L., Branson O.E., Shilo K. et al. Proteomic signatures of thymomas // PLoS One. 2016. Vol. 11, N 11. 21 p. doi: 10.1371/journal. pone.0166494.

52. Enkner F., Pichllmjer B., Zaharie F.T. et al. Molecular profiling of thymoma and thymic carcinoma: genetic differences and poten­tial novel therapeutic targets // Pathol. Oncol. Res. 2017. Vol. 23. P. 551-564. doi: 10.1007/s12253-016-0144-8.

53. Munday R., Reeve J. Risk assessment of shellfish toxins // Toxins. 2013. Vol. 5. P. 2109-2137. doi: 10.3390/toxins5112109.

54. Commission Regulation (EU) No 786/2013 of 16 August 2013 amending Annex III to Regulation (EC) No 853/2004 of the European Parliament and of the Council as regards the permitted limits of yessotoxins in live bivalve mollusks // Official Journal of the European Union. 2013. L 220/14.