Получение продукции птицеводства без антибиотиков с использованием перспективных программ кормления на основе пробиотических препаратов

Резюме

Для профилактики и лечения ряда заболеваний птицы используются кормовые антибиотики, от которых с 2006 г. отказались страны ЕС из-за риска накоп­ления устойчивых штаммов в пищевых продуктах. Для их замены применяют различные препараты, не уступающие им по эффективности, но исключающие негативные последствия. В связи с этим для получения безопасной пищевой продукции построение программ питания птицы, обеспечивающих симби­оз между ее организмом и кишечной микрофлорой, с целью замены кормовых антибиотиков является актуальным. Целью исследований являлось изучение продуктивности, пищевой ценности мяса и состава микробиоценоза кишечника бройлеров, получавших комбикорма различного состава, при замене кормового антибиотика пробиотиком на основе целлюлозолитических и молочнокис­лых микроорганизмов. В трех опытах бройлеры кросса "Кобб 500" получали комбикорма разного состава (кукуруза и соевый шрот; пшеница и подсолнеч­ный шрот; ячмень и подсолнечниковый жмых). Контрольные группы цыплят (по 70 голов) получали кормовой антибиотик, который исключали за неделю до убоя, опытные - пробиотический препарат. Установлено, что бройлеры опытных групп по живой массе не отличались от контрольных, по убойному выходу различий также не было. В грудных мышцах цыплят опытных групп, получав­ших подсолнечник, содержание белка было выше на 10,0 и 6,8% (р<0,05), тогда как содержание жира в ножных мышцах было меньше на 12,0% (р<0,05) и 14,1% (р<0,01). Количество аминокислот в мышцах не различалось. Содержание вита­минов в мясе птицы опытных групп было значимо выше (р<0,001). Содержание бацитрацина в мясе бройлеров контрольных групп не превышало 0,02 ед/г, что соответствует требованиям СанПин 2.3.1078-01. Замена антибиотика на пробиотик оказала положительное воздействие на состав бактериального сообщес­тва в двенадцатиперстном отделе и слепых отростках кишечника. Применение пробиотика позволило получить мясо без содержания антибиотиков.

Ключевые слова:мясо бройлеров, промоторы роста антибиотиков, пробиотики, кишечная микробиота

Вопр. питания. 2017. Т. 86. № 6. С. 114-124.

Промышленное птицеводство, являясь наиболее нау­коемкой и динамичной отраслью агропромышлен­ного комплекса, вносит значительный вклад в обеспе­чение населения страны продовольствием. Особенно быстрыми темпами растет производство мяса птицы, потребление которого в стране в 2016 г. превысило 30 кг на душу населения. В то же время развитие про­изводства зачастую предусматривает использование некоторых антимикробных препаратов для профилак­тики и лечения ряда заболеваний птицы, которые свя­заны с нарушением кишечного биоценоза, снижением резистентности, обусловленной ослаблением иммунной системы.

На протяжении многих лет для этого используются кормовые антибиотики. Практически до 2006 г., пока ЕС не отказался от их применения из-за риска появления устойчивых штаммов бактерий в пищевых продуктах животного происхождения, они занимали прочные пози­ции в качестве добавок в комбикорма. Однако из-за постоянного, а в ряде случаев несистемного применения антибиотиков эффективность их воздействия на орга­низм животных заметно упала вследствие привыкания к ним патогенных и условно-патогенных бактерий, сни­жения численности полезной микрофлоры, в составе которой накапливаются штаммы с измененными эколо­гическими характеристиками. Некоторые антибиотики накапливаются в яйце, мясе, а затем в организме людей, их потребляющих. Устойчивость к антибиотикам, кото­рая развивается в микроорганизмах животных, может быть передана патогенным микроорганизмам, поража­ющим человека. В результате применения антибиотиков возросла лекарственная устойчивость таких условно-патогенных микробов, как кишечная палочка, энтеро­кокки, кампилобактерии, стафилококки.

В последнее время стали искать замену кормовым анти­биотикам. Многочисленные исследования в области микробиологии, физиологии, биохимии и нутрициологии привели к разработке целого ряда препаратов, не уступающих им по эффективности и при этом исклю­чающих негативные последствия. Их отличительной чертой является экологическая безопасность, они не оказывают побочных эффектов, утилизируются орга­низмом животных и не наносят угрозы ни потребителю продукции, ни окружающей среде.

К таким препаратам относятся пробиотики, пребиотики, симбиотики, синбиотики и фитобиотики. Все эти препараты объединяет то, что они влияют на мик­рофлору желудочно-кишечного тракта (ЖКТ). С этих позиций их следует рассматривать как добавки для под­держания здоровья животных и получения продукции высокого качества, безопасной как в бактериальном, так и в химическом отношении. Таким образом, поддержа­ние эффективного симбиоза между организмом птицы и ее кишечной микрофлорой сегодня считается необ­ходимым компонентом разработки кормовой стратегии и сохранения здоровья птицы. Одним из перспективных направлений является использование микробных пре­паратов направленного действия - пробиотиков, именно им отводится ведущая роль при замене кормовых анти­биотиков [1, 2].

Состав и свойства пробиотиков зависят от числа вхо­дящих в них штаммов и видового состава микроорганиз­мов [3, 4]. Микроорганизмы, используемые в качестве пробиотиков, классифицируются на 4 группы: бактерии, продуцирующие молочную кислоту (Bifidobacterium, Lactobacillus, Enterococcus, неспорообразующие), дрожжи, анаэробы - спорообразующие бактерии рода Clos-tridium, аэробы - спорообразующие бактерии рода Bacillus [5, 6].

Основными отличиями пробиотиков от кормовых ан­тибиотиков являются нулевые сроки ожидания, когда реализацию продукции можно осуществлять непос­редственно после применения. Отсутствие привыкания к препарату, безвредность в концентрациях, много­кратно превышающих рекомендуемые нормы.

Исходя из важнейших функций пробиотиков в качест­ве альтернативы кормовым антибиотикам, важно пра­вильно построить стратегию кормления птицы, с учетом перспективных программ, обеспечивающих получение продукции высокого качества для питания людей. Дейст­вие пробиотиков в организме птицы во многом зависит от рационов кормления, так как некоторые ингредиенты могут препятствовать их эффективному применению. Кроме того, именно рационы кормления цыплят-брой­леров являются основным фактором, влияющим на продуктивность птицы, биохимический состав, качество и пищевую ценность мяса. Считается, что качество мяса примерно на 2/3 зависит от уровня кормления и других факторов внешней среды, а на 1/3 - от кросса птицы.

В рационах бройлеров учитывают потребность и нор­мируют содержание обменной энергии, белка, клет­чатки, жира, в том числе линолевой кислоты, макро­элементов: кальция, фосфора, натрия. Кроме того, учитывают потребность птицы в 13 аминокислотах с учетом их доступности, 7 микроэлементах, 14 витаминах и витаминоподобных веществ и др. (всего более 40 показателей). В настоящее время разработано ру­ководство по оптимизации рецептов комбикормов для сельскохозяйственной птицы.

Оптимальный рацион по набору зерновых компонен­тов, сбалансированный по обменной энергии, пищевым и биологически активным веществам, положительно влияет на микрофлору кишечника, обеспечивая высо­кую перевариваемость и усвояемость корма, а главное, позволяет использовать генетический потенциал про­дуктивности современных кроссов бройлеров и высокие вкусовые качества мяса.

Целью исследований было изучение качества мяса бройлеров при замене в рационах разной структуры, рассчитанных с использованием современных про­грамм оптимизации пищевой ценности, кормового ан­тибиотика пробиотиком и их воздействие на состав и структуру микробиоценоза кишечника.

Материал и методы

Проведено 3 эксперимента в условиях вивария ФГУП "Загорское ЭПХ ВНИТИП" на цыплятах-бройлерах кросса "Кобб 500" с суточного до 36-дневного возраста (табл. 1).

Кормление птицы осуществляли вручную, вволю, су­хими полнорационными комбикормами различного со­става в соответствии с нормами для кросса. Птицу содержали в клеточных батареях по 70 голов в каждой группе (без разделения по полу), с соблюдением всех технологических норм ВНИТИП. В опытах использовали кормовой антибиотик Бацитрацин 120 и пробиотик - бак­терийный препарат Целлобактерин®-Т на основе целлюлозолитических и молочнокислых микроорганизмов (табл. 1). В ходе экспериментов изучали продуктивность бройлеров, а также качественные показатели мяса.

Кормовой антибиотик исключали из состава комби­корма за 7 сут перед убоем цыплят. Остаточное коли­чество антибиотика бацитрацина определяли методом иммуноферментного анализа в соответствии с МУК 4.13379-16.

Мясные качества бройлеров и органолептическую оценку мяса проводили в соответствии с Методичес­кими рекомендациями по проведению анатомической разделки тушек, органолептической оценки качества мяса и яиц сельскохозяйственной птицы и морфологии яиц (2013 г.).

Пробы мяса птицы готовили из охлажденных тушек 3 петушков и 3 курочек после отделения костей.

Содержание аминокислот в мясе после кислотного гидролиза образцов определяли методом высокоэф­фективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ) с пост­колоночной дериватизацией на хроматографической системе YL 9100 HPLC System ("Young Lin Instrument Co., Ltd", Южная Корея); содержание витаминов - с исполь­зованием ВЭЖХ-системы Smartline ("KNAUER", Герма­ния) по методикам пробоподготовки и анализа [7].

Состав бактериального сообщества содержимого слепых отростков и двенадцатиперстного отдела кишеч­ника бройлеров в конце опыта (36 дней) исследовали методом T-RFLP-анализа [8, 9]. Отбор проб и подготовку образцов для определения структуры микробиоценоза кишечника проводили в ООО "БИОТРОФ+" со строгим соблюдением стерильности в соответствии с требова­ниями [10].

Тотальную ДНК из образцов (из среднесмешанного содержимого кишечника 3 птиц) выделяли с помощью набора Genomic DNA Purification Kit ("Fermentas, Inc.", Литва). ПЦР-амплификацию проводили на ДНК-амплификаторе Verity ("Life Technologies, Inc., США), используя эубактериальные праймеры 63F (CAGGCCTAACFCFTGCAAGTC) с меткой на 5-м конце флуорофор WellRed D4 и 1492R (TACGGHTACCTTGTTACGACTT).

Флуоресцентно меченные ампликоны гена 16S pPHK очищали по стандартной методике. Рестрикцию 30-50 нг ампликонов 16S pPHK осуществляли рестриктазами Hael, Hhal и Mspl по рекомендации изго­товителя ("Fermentas", Литва). Продукты рестрикции анализировали на секвенаторе CEQ 8000 ("Beckman Coulter", США). Принадлежность бактерий к филогене­тическим группам определяли в программе Fragment Sorter [11, 12].

Полимеразную цепную реакцию (ПЦР) в реальном времени проводили для учета общего количества бак­терий в содержимом кишечника птицы по модифициро­ванной методике [13, 14].

Статистическую обработку результатов проводили с помощью дисперсионного анализа с использованием Microsoft Excel 2010 с применением f-критерия Стьюдента. Различия считали статистически значимыми при р<0,05.

Результаты и обсуждение

В результате проведенных опытов было установлено, что самая высокая сохранность цыплят-бройлеров была отмечена в 1-м опыте при использовании комбикормов кукурузно-соевого типа с добавкой антибиотика или пробиотика и составила 100%, тогда как при других типах рационов этот показатель был на уровне 97,1­98,6%.

Конверсия корма в опытных группах бройлеров при использовании в рационах пробиотика улучшалась на 1,20-1,75% (р≤0,05) и составляли 1,62; 1,65 и 1,68 против 1,64; 1,67 и 1,71 в контрольных группах.

По убойному выходу мяса различий между группами цыплят не установлено.

Результаты проведенной анатомической разделки цыплят-бройлеров свидетельствуют о довольно вы­соких мясных качествах птицы во всех контрольных и опытных группах. Так, выход наиболее ценной части тушки - грудного филе - составил около 24,4% от массы потрошеной тушки. Замена кормового антибиотика пробиотиком на этот показатель не влияла.

Из данных, приведенных в табл. 2, следует, что мясо бройлеров по своему химическому составу имело вы­сокую пищевую ценность. Содержание белка в грудных мышцах выше, чем в ножных. При этом у бройлеров, получавших пробиотик, количество белка в грудных мышцах было выше на 5-10%.

Содержание жира в грудных мышцах птицы было в 3,0-3,7 раза ниже, чем в ножных. Значимых отли­чий по данному показателю в грудных мышцах между опытными и контрольными группами не было. В ножных мышцах отмечена тенденция к снижению количества жира у бройлеров опытных групп по отношению к конт­рольным. Значимые различия были во 2-м и 3-м опытах у животных, комбикорма которых содержали пшеницу и подсолнечный шрот; ячмень и подсолнечниковый жмых. Снижение составило 8,8 и 14,1% по сравнению с соответствующим контролем.

Содержание аминокислот в грудных и ножных мыш­цах 6-недельных бройлеров представлено в табл. 3 и 4.

Количественный состав аминокислот в мышцах брой­леров опытных и контрольных групп не различался.

Содержание витаминов в мясе бройлеров в расчете на 100 г естественной влажности приведено в табл. 5.

Мясо бройлеров является одним из важных источни­ков витаминов для человека. Содержание витаминов в мясе определяется их уровнем в корме и возможностью усвоения организмом птицы. Из данных табл. 6 видны существенные различия по накоплению витами­нов между цыплятами контрольных и опытных групп.

Их содержание повышалось при замене в комбикор­мах антибиотика пробиотиком независимо от струк­туры рецепта комбикорма. Так, содержание витамина А в мясе бройлеров увеличилось на 33-50%; Е - практически в 2 раза; тиамина при применении рецепта с преимущественным содержанием пшеницы - в 2,2 раза, а в 1-м и 3-м опытах - на 50-55%; рибофлавина -на 32-69%; витамина В6 - на 15-46%; холина - на 42-54%; пантотеновой кислоты - на 11-25%; никотиновой кислоты -на 86-98% в опытных группах 1-го и 3-го опытов, а во 2-м опыте - в 2,5 раза, фолиевой кислоты - на 76-86% в 1-м и 3-м опытах и в 2,3 раза - во 2-м опыте. Сущест­венное увеличение отмечено и по биотину. Что касается содержания в мясе аскорбиновой кислоты, то ее увеличе­ние не носило достоверного характера.

При органолептической оценке вареного мяса бройле­ров и бульона не выявлено влияния добавки пробиотика на вкусовые и другие показатели как мяса, так и бульона.

Содержание бацитрацина в мясе бройлеров конт­рольных групп в трех опытах не превышало 0,02 ед/г, что соответствует требованиям СанПиН 2.3.1078-01. Структура рецепта комбикорма не оказывала влия­ния на накопление антибиотика в мясе. Применение пробиотика позволило получить мясо без содержания антибиотика.

Используя молекулярно-генетические методы T-RFLP (terminal restriction fragment length polymorphism) и ПЦР в реальном времени, мы сравнили численность и со­став бактериального сообщества в кишечнике у 6 групп цыплят-бройлеров кросса в возрасте 37 сут. Для иссле­дований было выбрано два отдела: двенадцатиперстная кишка, поскольку именно сюда впадают протоки под­желудочной железы и желчного пузыря и начинается кишечное пищеварение, а следовательно, интенсивно протекают амилолитические, протеолитические и липолитические процессы, и слепые отростки - по причине того, что в данном отделе кишечника содержится на­ибольшее количество микроорганизмов по сравнению с другими отделами пищеварительной системы птиц, а также активно протекают процессы расщепления клетчатки и других некрахмалистых полисахаридов, сбраживание полисахаридов до летучих жирных кислот, синтез витаминов группы В [15, 16].

В результате проведенных опытов было установлено, что общее количество бактерий в изучаемых отделах ки­шечника у подопытной птицы находилось в соответствии с данными, приводимыми другими авторами [17, 18].

Показано, что замена кормового антибиотика пробиотиком на общее содержание бактерий в двенадцати­перстной кишке и в слепых отростках кишечника брой­леров при использовании разных рационов кормления птицы существенного влияния не оказала (см. табл. 6).

В содержимом кишечника птицы было оценено коли­чество целлюлозолитических микроорганизмов, лакто-, бифидобактерий, бацилл, селеномонад, которые, по сов­ременным представлениям [17, 18], составляют основу микробных сообществ кишечника клинически здоровой птицы. Результаты анализа количества представите­лей перечисленных групп микроорганизмов свидетель­ствуют о положительном эффекте замены антибиотика в рационах птицы на пробиотик (табл. 7).

Количество целлюлозолитических бактерий (пред­ставителей филума Bacteroidetes, сем. Clostridiaceae, Lachnospiraceae, Ruminococcaceae) в слепых отрост­ках кишечника птицы, где происходят основные про­цессы ферментации кормов при помощи микробных ферментов, достоверно возрастало с применением пробиотика в 13,8, 3,3 и 3,6 раза для опытных групп соответственно в 1, 2 и 3-м опытах по сравнению с конт­ролем.

Аналогичная тенденция наблюдалась и в отноше­нии других представителей нормофлоры кишечника птицы. Количество лактобактерий из семейства Lactobacteriaceae, способных к конкурентному вытесне­нию патогенов благодаря синтезу органических кислот и бактериоцинов [18], при введении в рацион подопыт­ной птицы пробиотика возрастало в 1,8-2,5 раза в сле­пых отростках и в 1,6-1,7 раза в двенадцатиперстном от­деле кишечника. Стоит отметить тенденцию к снижению численности бифидобактерий семейства Bifidobacteriaceae в двенадцатиперстном отделе кишечника при введении в рацион птицы пробиотика, в отличие от сле­пых отростков птицы, где численность бифидобактерий, напротив, повышалась.

Общая численность бацилл из семейства Bacillaceae, обладающих способностью к подавлению развития па­тогенов и другими полезными свойствами (например, расщепление клетчатки кормов), в кишечнике птицы в опытных группах с добавлением в рацион пробиотика статистически значимо повышалась, что, очевидно, связано с успешной приживаемостью и размножением интродуцированных бацилл, входящих в состав пробиотика, в содержимом кишечника. Полученные ре­зультаты согласуются с результатами авторов о том, что некоторые виды бацилл, включая Bacillus subtilis, способны к адгезии на слизистой кишки, что позволяет им колонизировать пищеварительный тракт и занимать свободные экологические ниши в микробиоме кишечного тракта, оказывая пробиотический эффект [19, 20]. Самая высокая численность бацилл была выявлена в 1-й опытной группе на фоне рациона кукурузно-соевого типа, где повышение численности данных бак­терий отмечено в 155 раз.

Замена антибиотика в рационах на пробиотик поло­жительно отразилась и на численности селеномонад -бактерий семейства Veillonellaceae, играющих важную роль в пищеварительных процессах птицы в связи с их способностью ферментировать широкий спектр органических кислот, включая лактат, с образованием различных летучих жирных кислот, необходимых для обеспечения птицы энергией [18]. Установлено, что ко­личество селеномонад наиболее значительно повыша­лось в двенадцатиперстном отделе кишечника птицы: в 25-35 раз в зависимости от рациона птицы. Наиболь­шее увеличение численности селеномонад отмечено во 2-й опытной группе на фоне рациона, основу которого составляли пшеница и подсолнечный шрот.

Введение в рацион пробиотического препарата ока­зало положительное влияние на содержание неже­лательной микрофлоры в кишечнике птицы (табл. 8). Так, количество актиномицетов, среди которых нередко встречаются возбудители актиномикозов, в двенадца­типерстном отделе кишечника птицы 1-й и 2-й опытных групп снижалось в 2,3 и 1,6 раза соответственно по сравнению с контролем. Исключением стала группа энтеробактерий семейства Enterobacteriaceae (в состав которой входят сальмонелла, кишечная палочка, протей и др.), доля которых несколько повышалась при отсутс­твии антибиотика в рационе.

Численность псевдомонад Pseudomonadales - пред­ставителей транзитной микрофлоры птицы, высокая доля которых в кишечнике связана с дисбиотическими нарушениями ЖКТ у млекопитающих и птицы, -в содержимом кишечника исследуемой птицы при при­менении в рационе пробиотика существенно снижалась. Наибольшее уменьшение количества транзитных псевдомонад отмечено в 1-й и 3-й опытных группах на фоне применения пробиотика в рационе - в 15 и 10 раз в двенадцатиперстном отделе кишечника, а также в 11 и 8,8 раза в слепых отростках кишечника соответственно.

Заключение

Установлено, что в грудных мышцах бройлеров опыт­ных групп, получавших c рационом подсолнечник (2-й и 3-й опыты), содержание белка было значимо выше на 10,0 и 6,8% (р<0,05). В ножных мышцах было меньше содержание жира на 8,8 (р<0,05) и 14,1% (р<0,01).

Содержание витаминов в мясе птицы опытных групп, получавших пробиотик, было статистически значимо выше (р<0,001) по сравнению с бройлерами контроль­ных групп, получавших кормовой антибиотик. Замена антибиотика на пробиотик также оказала положитель­ное воздействие на состав бактериального сообщества в двенадцатиперстном отделе и слепых отростках кишечника бройлеров на фоне разных рационов. При­менение пробиотика позволило получить мясо без содержания антибиотиков и снижения продуктивности бройлеров.

Исследование выполнено при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант № 14-16-00140).

Литература

1. Czerwinski J., Hojberg O., Smulikowska S., Engberg R.M., Mieczkowska A. Influence of dietary peas and organic acids and probiotic supplementation on performance and caecal microbial ecology of broiler chickens // Br. Poult. Sci. 2010. Vol. 51, N 2. P. 258-269. doi: 10.1080/00071661003777003.

2. Rodriguez-Lecompte J.C., Yitbarek A., Brady J., Sharif S., Cavanagh M.D., Crow G. et al. The effect of microbial-nutrient interaction on the immune system of young chicks after early probiotic and organic acid administration // J. Anim. Sci. 2012. Vol. 90, N 7. P. 2246-2254. doi: 10.2527/jas.2011-4184.

3. Park S.H., Lee S.I., Ricke S.C. Microbial populations in naked neck chicken ceca raised on pasture flock fed with commercial yeast cell wall prebiotics via an Illumina MiSeq Platform // PLoS One. 2016. Vol. 11, N 3. Article ID e0151944. doi: 10.1371/journal.pone. 0151944.

4. Малик Н.И., Панин А.Н. Ветеринарные пробиотические препара­ты // Ветеринария. 2001. № 1. С. 27.

5. Mazza P. The use of Bacillus subtilis as an antidiarrhoeal microorganism // Boll. Chim. Farm. 1994. Vol. 133. P. 3-18.

6. Urdaci M.C., Bressollier P., Pinchuk I. Bacillus clausii probiotic strains: antimicrobial and immunomodulatory activities // J. Clin. Gastroenterol. 2004. Vol. 38. P. 86-90.

7. Оценка качества кормов, органов, тканей, яиц и мяса птицы : методическое руководство / под ред. В.И. Фисинина, А.Н. Ти-шенкова. Сергиев Посад : ВНИТИП, 2010.

8. Torok V., Allison G., Percy N., Ophel-Keller K., Hughes R. Influence of antimicrobial feed additives on broiler commensal posthatch gut microbiota development and performance // Appl. Environ. Microbiol. 2011. Vol. 77. P. 3380-3390. doi: 10.1128/AEM.02300-10.

9. Witzig M., Camarinha-Silva A., Green-Engert R., Hoelzle K., Zeller E., Seifert J. et al. Correction: spatial variation of the gut microbiota in broiler chickens as affected by dietary available phosphorus and assessed by T-RFLP analysis and 454 pyrosequencing // PLoS One. 2015. Vol. 10, N 12. Article ID e0145588. doi: 10.1371/journal. pone.0145588.

10. Инструкция по санитарно-микробиологическому контро­лю тушек, мяса птицы, птицепродуктов, яиц и яйцепродуктов на птицеводческих и перерабатывающих предприятиях. М., 1990.

11. Методика проведения научных и производственных исследова­ний по кормлению сельскохозяйственной птицы. Молекулярно-генетические методы определения микрофлоры кишечника / под ред. В.И. Фисинина. Сергиев Посад, 2013.

12. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инже­нерии. Молекулярное клонирование. М., 1984.

13. Fernando S.C., Purvis H.T., Najar F.Z., Sukharnikov L.O., Krehbiel C.R., Nagaraja T.G. et al. Rumen microbial population dynamics during adaptation to a high-grain diet // Appl. Environ. Microbiol. 2010. Vol. 76. P. 7482-7490.

14. Khafipour E., Shucong L., Plaizier J.C., Krause D.O. Rumen microbiome composition determined using two nutritional models of subacute ruminal acidosis // Appl. Environ. Microbiol. 2009. Vol. 75. P. 7115-7124.

15. Rehman H., Vahjen W., Awad W., Zentek J. Indigenous bacteria and bacterial metabolic products in the gastrointestinal tract of broiler chickens // Arch. Anim. Nutr. 2007. Vol. 61. P. 319-335. doi: 10.1080/17450390701556817.

16. Stanley D., Hughes R.J., Moore R.J. Microbiota of the chicken gastrointestinal tract: influence on health, productivity and disease // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014. Vol. 98. P. 4301-4310. doi: 10.1007/s00253-014-5646-2.

17. Тимошко М.А. Микрофлора пищеварительного тракта сельско­хозяйственных животных. Кишинев : Штиница, 1990.

18. Тараканов Б.В. Методы исследования микрофлоры пищеваритель­ного тракта сельскохозяйственных животных и птицы. М., 2006.

19. Hong H.A., Huang J.M., Khaneja R., Hiep L.V., Urdaci M.C., Cutting S.M. The safety of Bacillus subtilis and Bacillus indicus as food probiotics // J. Appl. Microbiol. 2008. Vol. 105. P. 510-520. doi: 10.1111/j.1365-2672.2008.03773.x.

20. Sanchez B., Arias S., Chaignepain S., Denayrolles M., Schmitter J.M., Bressollier P. et al. Identification of surface proteins involved in the adhesion of a probiotic Bacillus cereus strain to mucin and fibronectin B // Microbiology. 2009. Vol. 155. P. 1708-1716. doi: 10.1099/mic.0.025288-0.