Сравнительная оценка витаминного статуса и биохимических маркеров развития метаболического синдрома на моделях грызунов, получающих рационы с высокими квотами различных легкоусвояемых углеводов

Резюме

Метаболический синдром (МС) является одной из ведущих причин развития неинфекционных патологий среди населения развитых стран. Для разработки новых подходов к персонифицированной диетотерапии МС на доклинической стадии необходимо наличие его экспериментальных in vivo моделей. Целью исследования было проведение сравнительного анализа функциональных, био­химических и витаминных маркеров, характеризующих воздействие рационов с различным составом легкоусвояемых углеводов на крыс-самок линии Вистар и мышей-самок линии C57Black/6J. Животные каждого вида (n=80) были раз­делены на 5 групп равной численности. Животные 1-х (контрольных) групп получали сбалансированный полусинтетический рацион, а животные со 2-й по 5-ю группу - такой же рацион и 30% растворы сахаров, соответс­твенно: глюкозы (Гл), фруктозы (Фр), эквимолярной смеси Гл и Фр и саха­розы вместо воды в режиме свободного доступа в период до 133-х суток. Определяли артериальное давление, массу внутренних органов, биохи­мические показатели плазмы крови, активности CYP1A1, CYP1A2, CYP2B1, CYP3A и глутатионтрансферазы (ГТ) в печени, глутатионпероксидазы (ГП) в эритроцитах, содержание витаминов А и Е в плазме крови и в печени, вита­минов В1, В2 и никотинамидных коферментов в печени. Межвидовые различия в реакции на сахара проявлялись в снижении у мышей (в отличие от крыс) поедаемости твердого рациона, вследствие чего общая потребляемая энергетическая ценность у мышей опытных групп не имела систематических отличий от кон­троля, а прибавка массы тела была снижена. Как у крыс, так и у мышей наибо­лее чувствительным к добавкам сахаров органом была печень, масса которой достоверно увеличивалась на 2-м и 4-м месяцах эксперимента. Гипергликемия и триглицеридемия были наиболее заметны у крыс, получавших рацион с Фр. У всех крыс, получавших сахара, достоверно повышалась в плазме крови концен­трация фосфора. На 56-е сутки эксперимента у крыс выявлено снижение актив­ности CYP1A1 и CYP1A2 в 3-й и 5-й группах, активности CYP2B1 во 2-й и 5-й груп­пах, возрастание активности ГТ во 2, 4 и 5-й группах и ГП в 3-й группе. При оценке статуса токоферола плазмы крыс по его соотношению с уровнем триглицеридов было отмечено достоверное снижение этого показателя в 3-й группе на 56-е и 133-и сутки опыта и в 4-й и 5-й группах на 56-е сутки. Потребление сахаров подавляло накопление в печени пальмитата ретинола у крыс и мышей, α-токоферола у мышей. Сделан вывод, что Фр оказывает наибольшее воздейст­вие на изученные показатели организма, причем у крыс отмечается значитель­ное сходство с клинической картиной МС.

Ключевые слова:метаболический синдром, крысы, in vivo модели, углеводы, биомаркеры, витамины, витаминная обеспеченность

Вопр. питания. 2017. Т. 86. № 6. С. 42-55. doi: 10.24411/0042-8833-2017-00005.

Метаболический синдром (МС), вызванный потреб­лением рационов с энергетической ценностью, значительно превосходящей фактические энерготраты организма, является одной из ведущих причин раз­вития тяжелых неинфекционных патологий (ожирение, сахарный диабет 2 типа, неалкогольный стеатогепатит, атеросклероз, подагра, аллергические заболевания) среди взрослого населения развитых стран. По данным Всемирной организации здравоохранения, распростра­ненность МС среди мужчин моложе 40 лет составляет 18,6%, в возрасте 40-55 лет - 44,4%, среди женщин -7,3 и 20,8% соответственно [1]. В основе патогенеза МС -развитие инсулиновой резистентности, т.е. утраты или резкого снижения в органах и тканях способности адекватно реагировать на инсулин повышением абсорбции глюкозы, активацией липогенеза, запасанием гликогена с соответствующим снижением липолиза и глюконеогенеза [2]. Классический симптомокомплекс, сопровождаю­щий развитие МС, включает повышение уровня глюкозы в плазме крови, гиперинсулинемию, гипертриглицеридемию, повышенное артериальное давление, избыточ­ное отложение жира в брюшной полости. В настоящее время актуален вопрос о персонализированных методах диетической коррекции МС, основанных на применении диет с индивидуально подобранным соотношением макронутриентов и физиологически активных микронутриентов в зависимости от генетических полиморфизмов и метаболического статуса больных. Для разработки таких подходов на доклинической стадии актуально наличие экспериментальных моделей МС, позволяющих проводить разностороннюю оценку влияния предлагае­мых лечебных мероприятий на биологические маркеры развития МС, что в условии клинических наблюдений практически не представляется возможным по причи­нам этического и технического характера. Для создания моделей МС в настоящее время наиболее часто исполь­зуют лабораторных грызунов (мыши, крысы, хомячки различных линий) [3, 4]. Помимо моделей, воспроизводи­мых у животных с генетическими дефектами отдельных звеньев углеводного и энергетического обмена, распро­странение получили модели, использующие кормление конвенциональных (аутбредных и инбредных) линейных животных рационами с повышенными квотами легкоус­вояемых углеводов (моно- и дисахаридов) и/или жира [5-9]. Эти модели более релевантны ситуации развития МС среди генетически гетерогенной человеческой попу­ляции в условиях избыточного по энергетической цен­ности питания. Однако результаты различных работ по моделированию МС противоречивы и их трудно сравни­вать из-за использования в них животных разных видов и линий, получающих экспериментальные рационы, несо­поставимые по химическому составу. Кроме того, практи­чески все работы по моделированию МС проведены на самцах животных и не позволяют оценить особенности развития этой патологии у самок. Недостаточно изучено влияние высокоуглеводных и высокожировых диет на показатели статуса витаминов, участвующих в ключевых стадиях углеводного и энергетического обмена.

Целью настоящего исследования было проведение сравнительного анализа функциональных, биохимичес­ких и витаминных маркеров, характеризующих воздейст­вие рационов с различным составом легкоусвояемых углеводов на экспериментальных животных - самок-крыс линии Вистар и самок-мышей линии C57Black/6J, традиционно используемых при моделировании али­ментарно-зависимых заболеваний.

Материал и методы

Работа проведена на 80 крысах-самках аутбредной линии Wistar и 80 мышах-самках аутбредной линии C57Black/6J с исходной массой тела соответственно 130-150 и 15-17 г. Животных содержали группами по 2 (крысы) или 4 (мыши) особи в одной клетке при тем­пературе 21±1 °С и режиме освещения 12/12 ч. Работу с животными выполняли в соответствии с руководст­вом [10] и приказом [11]. Животные каждого вида были разделены на 5 групп равной численности по 16 особей. Средняя исходная масса тела в группах не различалась (р>0,05, ANOVA). Животные 1-х (контрольных) групп по­лучали сбалансированный полусинтетический рацион по AIN93 с некоторыми модификациями [12, 13] изначально из расчета 15 г сухого корма на крысу и 4 г на мышь в сутки, а животные опытных групп (2, 3, 4 и 5-й) - такой же рацион и 30% растворы легкоусвояемых углево­дов, соответственно: глюкозы, фруктозы, эквимолярной смеси глюкозы с фруктозой и сахарозы (далее сахара), в режиме свободного доступа. Количество съеденного рациона и выпитой жидкости фиксировали ежедневно. Крыс и мышей еженедельно взвешивали с точностью ±1 г, фиксировали заболеваемость, летальность, вне­шний вид, активность, состояние шерстного покрова, стула, особенности поведения. Артериальное давление крови (АД) измеряли с помощью хвостовой манжеты на приборе "Non Invasive Blood Pressure" ("ADinstruments", Австралия) на 52-е и 112-е сутки эксперимента. Вы­ведение животных (по 8 особей из каждой группы) из эксперимента осуществляли на 56-е и 133-и сутки путем декапитации под эфирной анестезией. Кровь собирали в мерные пробирки с 0,4 см3 1% гепарина, индиви­дуально фиксируя разведение каждой пробы. Отбор органов осуществляли стерильными хирургическими инструментами из нержавеющей стали. Массу органов определяли на лабораторных весах с точностью ±0,01 г. Сразу после отбора печень охлаждали на льду до темпе­ратуры 0-2 °С и проводили выделение микросомальной и цитозольной фракции методом дифференциального ультрацентрифугирования.

Биохимические показатели плазмы крови опреде­ляли на биохимическом анализаторе "Konelab 20i" (Финляндия) по стандартным методикам. Определение метоксирезоруфиндеалкилазной (МРОД) активности CYPM2 и пентоксирезоруфиндеалкилазной (ПРОД) ак­тивности CYP2В1 проводили с использованием метода [14]; этоксирезоруфиндеалкилазной (ЭРОД) активности CYP1А1 и 6β-тестостеронгидроксилазной (6βΤГ) актив­ности CYP3А - метода [15], глутатионтрансферазы (ГТ) цитозоля печени согласно [16], глутатионпероксидазы (ГПО) эритроцитов по [17] с незначительными модификациями. Содержание витаминов А (ретинола и пальмитата ретинола) и Е -токоферола) в плазме крови и в гомогенате печени определяли методом обращенно-фазовой ВЭЖХ со спектрофлуориметрическим детектированием, содержание в печени вита­мина В1 - флуориметрически тиохромным методом, витамина В2 - флуориметрическим титрованием рибофлавин-связывающим апобелком, окисленных и восстановленных никотинамидных коферментов -флуориметрическим методом, как указано в [18].

Статистическую обработку данных проводили с ис­пользованием параметрических критериев ANOVA, двустороннего f-критерия Стьюдента для несвязанных показателей с поправкой Levine на неравенство вы­борочных дисперсий, непараметрического критерия Манна-Уитни при уровне значимости p<0,05.

Результаты

Как следует из данных рис. 1, на протяжении экспе­римента удельная энергетическая ценность рациона (с учетом потребленных сахаров) у крыс и мышей систе­матически снижалась, несмотря на наличие определенных колебаний по дням эксперимента. При этом у крыс контрольной группы в период с 40-го по 110-й день энер­гетическая ценность рациона была на протяжении более чем 80% этого отрезка времени снижена в сравнении с калорийностью диеты животных опытных групп, полу­чавших сахара. У мышей на протяжении большей части эксперимента контрольный и опытные рационы были в основном изокалорийны, за исключением промежутка между 90-м и 114-м днями опыта.

Скорость прибавки массы тела у крыс (рис. 2) достоверно не различалась между группами (р>0,05, ANOVA), хотя и имелась тенденция к несколько меньшей прибавке у животных контрольной группы, наиболее заметная в срав­нении с 5-й группой (сахароза). В отличие от этого у мышей в течение второй половины эксперимента наблюдалось достоверное отставание в скорости роста животных 3, 4, 5-й групп, в рационе которых присутствовали фруктоза либо сахароза в сравнении с контролем (p<0,05, ANOVA).

Определение систолического АД у крыс показало (рис. 3), что в результате потребления рационов с фрук­тозой, смеси фруктозы с глюкозой и сахарозы уже через 2 мес наблюдается его достоверное повышение в срав­нении с данным показателем у животных контрольной группы, а в случае сахарозы (5-я группа) также и диастолического АД. К 4 мес эксперимента выраженность этих эффектов нарастает: наблюдается достоверное повышение как систолического, так и диастолического АД во всех группах животных, получавших сахара.

Данные оценки относительной массы органов и тка­ней при выведении животных из эксперимента (рис. 4) свидетельствуют, что у крыс и мышей наиболее под­вержена влиянию добавок сахаров к рациону печень, масса которой достоверно увеличивается на 2-м и 4-м месяцах эксперимента. Достоверное увеличение массы почек наблюдалось у мышей всех опытных групп, за исключением получавших глюкозу. У крыс данный эф­фект отсутствовал. Кроме того, у мышей в отличие от крыс в 3-й и 5-й группах (добавки фруктозы и сахарозы) незначительно по величине (менее чем на 20%), но значимо возрастала масса головного мозга (данные не показаны). Масса забрюшинной жировой ткани мышей, получавших только фруктозу, была достоверно снижена по сравнению с контролем, тогда как у крыс отмечалась тенденция к возрастанию массы забрюшинного жира при потреблении фруктозы, наиболее заметная при сравнении животных 4-й группы (15% фруктоза + 15% глюкоза) со 2-й группой (только глюкоза) (р<0,05).

Анализ биохимических маркеров плазмы крови (табл. 1) выявил наличие гипергликемии, особенно заметной в сравнении с контролем в группах крыс, по­лучавших источники фруктозы (с 3-й по 5-ю). Дру­гим эффектом, наблюдавшимся в 3, 4 и 5-й группах, было достоверное повышение уровня триглицеридов в первые 2 мес эксперимента. При этом достовер­ное повышение уровня холестерина отмечено только во 2-й группе (прием глюкозы). В дальнейшем за счет роста этих показателей в контрольной группе, связан­ного с возрастными изменениями в организме живот­ных, указанные эффекты нивелировались. У всех крыс, получавших сахара, установлено достоверное повы­шение в плазме крови концентрации фосфора, при­том что содержание кальция оставалось практически неизменным, за исключением небольшого повышения в 4-й группе на 133-и сутки опыта.

Результаты определения у крыс активности фер­ментов системы детоксикации ксенобиотиков (рис. 5) показали, что при продолжительности эксперимента 56 сут наблюдается снижение активности CYP1A1 и CYP1A2 в 3-й (фруктоза) и 5-й (сахароза) группах, активности CYP2B1 во 2-й (глюкоза) и 5-й (сахароза) группах, сопровождающееся возрастанием активности ГТ во 2, 4 и 5-й группах и ГПО в 3-й группе. При дли­тельности кормления животных 133 сут достоверные изменения выявлены в активности CYP3A у крыс всех групп, получавших фруктозу либо ее источники (с 3-й по 5-ю).

Введение в рацион крыс сахаров не отразилось на содержании как окисленных, так и восстановленных никотинамидных коферментов в печени (данные не показаны, р>0,05). Общее содержание витамина В2 (см. табл. 2) было статистически значимо повышено в печени всех крыс, получавших сахара, причем в на­ибольшей степени у получавших фруктозу. У животных этой группы было также достоверно повышено содержа­ние в печени витамина В1.

Как видно из данных рис. 6, замена в рационе жи­вотных воды на растворы сахаров, вне зависимости от их выбора или сочетания, в течение 56-х и 133-х суток не отражалась на концентрации ретинола в плазме крови крыс. Содержание α-токоферола в плазме ха­рактеризовалось статистически значимым повышением на 56-е сутки опыта только у крыс, получавших фрук­тозу. При оценке статуса токоферола плазмы по его соотношению к уровню триглицеридов было, тем не менее, отмечено достоверное снижение этого показателя в 3-й группе (фруктоза) на 56-е и 133-и сутки опыта и в 4-й (глюкоза + фруктоза) и 5-й (сахароза) группах -на 56-е сутки.

Сравнение влияния рационов крыс и мышей на мар­керы обмена жирорастворимых витаминов в печени на 56-е (табл. 3) и 133-и сутки опыта (табл. 4) показывает, что у животных обоих видов потребление добавленных сахаров (независимо от их состава) подавляет накоп­ление пальмитата ретинола, причем у крыс данный эффект развивается быстрее (уже к 56-м суткам опыта). У мышей потребление добавок фруктозы или сахарозы (с 3-й по 5-ю группы) препятствует накоплению α-токо­ферола на 56-е сутки; у крыс, в отличие от мышей, этот эффект является достоверным только для сахарозы и глюкозы. На 133-е сутки эксперимента снижение уровня α-токоферола отмечается у мышей только при потреблении сахарозы, а крыс - глюкозы.

Обсуждение

Полученные результаты свидетельствуют о значи­тельных различиях в характере специфического дейс­твия легкоусвояемых сахаров на организм. После всасывания в пищеварительном тракте и поступлении в печень с током воротной вены пути ассимиляции глюкозы и фруктозы, как известно, принципиально различаются [3]. Глюкоза после фосфорилирования до глюкозо-6-фосфата может как депонироваться в форме гликогена, так и трансформироваться во фруктозо-6-фосфат с его включением в процессы образования трехуглеродных фрагментов в ходе гли­колиза. Последнее направление метаболизма лимити­ровано стадией превращения в фруктозо-1,6-дифос-фат под действием медленной фосфофруктокиназы. В отличие от этого, фруктоза фосфорилируется до фруктозо-1-фосфата, который далее быстро дегради­рует до трехуглеродных фрагментов, таких как глицеральдегид и диоксиацетонфосфат, выступающих в роли предшественников глицерина и ацетил-КоА, т.е. субстратов биосинтеза липидов de novo. Процессы ассимиляции фруктозы, в отличие от глюкозы, явля­ются инсулиннезависимыми [1], а при поступлении фруктозы в смеси с глюкозой или в составе сахарозы стимулируемая глюкозой секреция инсулина приводит к подавлению липолиза [2, 3], что только усиливает липогенный эффект фруктозы. Этому соответствует на­блюдавшееся у крыс повышение уровня триглицеридов плазмы крови (при практически неизменном уровне холестерина) и возрастание массы печени (указываю­щее на возможность развития жирового гепатоза) при потреблении всех добавок, являющихся источниками фруктозы. Накопление жира в печени, провоцирующее инсулиновую резистентность и хроническое воспаление, сопровождается выделением провоспалительных цитокинов и подавлением активности комплекса генов, включая ген транскрипционного фактора HNF4a (ядерный фактор гепатоцитов 4-а) [19]. Недостаток HNF4a, стимулирующего в ансамбле с рецепторами ксенобиотиков PXR и CAR экспрессию белков семейст­ва цитохрома Р450 [20], приводит к наблюдавшемуся нами снижению активности ряда микросомальных монооксигеназ при потреблении животными источников фруктозы. Поступление избытка глюкозы в организм приводит к компенсаторному возрастанию активности ГТ, наиболее заметному в 5-й группе (прием сахарозы). У животных, получающих фруктозу, этого, однако, не наблюдается, что может быть связано с установленным нами ранее отрицательным влиянием этого углевода на активность ключевого гена GSTA2, кодирующего наиболее распространенную изоформу данного фер­мента [21]. В этом случае включается, по-видимому, альтернативный механизм противодействия избы­точному поступлению простых углеводов, связанный с экспрессией ГП, что и наблюдается в 3-й группе.

Следствием потребления крысами сахаров было уве­личение в течение большей части эксперимента общей энергетической ценности рациона, что приводило к нарастанию АД и появлению к 4 мес признаков нефропатии, т.е. признаков, свойственных развитию МС [1, 3]. Наиболее характерным биохимическим признаком вли­яния сахаров на водно-минеральный обмен было воз­растание уровня фосфора в плазме крови, связанное, как можно предположить, с усилением при триглицеридемии резорбции костной ткани из-за нарушения при этом передачи сигнала по оси гормона паращитовидной железы [22]. При этом уровень Са2+ плазмы крови, ак­тивно гомеостазируемого за счет ряда регуляторных ме­ханизмов [23], оставался без существенных изменений.

Межвидовые различия в реакции организма крыс и мышей на поступающие с рационом сахара про­являлись в первую очередь в снижении у последних поедаемости основного твердого рациона, вследствие чего общая потребляемая энергетическая ценность у мышей, получающих сахара (в отличие от крыс), не имела систематических отличий от контроля. Можно предположить, что у мышей, в силу более высокой интенсивности по сравнению с крысами процессов термогенеза, протекающих за счет окисления жирных кислот в бурой жировой ткани, потребление высоко­углеводных рационов приводило к парадоксальному снижению массы жировой ткани. По данным [23], в ус­ловиях, идентичных настоящему эксперименту, прием фруктозы самками мышей C57Black/6J, в отличие от самок крыс, не приводил к повышению уровня триглицеридов, холестерина, соотношения липопротеинов низкой плотности к липопротеинам высокой плотности и накоплению общего и забрюшинного жира. При этом, как показывают полученные нами данные, потребление мышами фруктозы сопровождается признаками токси­ческого действия на печень, а проявления нефропатии оказывались даже более выраженными, чем у крыс. Это указывает на различия в дисрегуляторных эффектах фруктозы у двух видов грызунов, требующие дополни­тельного изучения.

Влияние потребления избытка углеводов на показа­тели витаминной обеспеченности в доступной литера­туре изучено недостаточно. Относительно одинаковое существенное снижение содержания производного ре­тинола в печени как крыс (на 20,8-34,2%), так и мышей (на 32,4-52,4%), независимо от состава потребляемых сахаров, может быть тривиально объяснено снижением потребления витамина животными всех опытных групп за счет уменьшения поедаемости твердого корма, ана­логично тому, как это наблюдали в [18]. Характерно в этой связи, что прием фруктозы не оказывал значи­мого влияния на экспрессию ключевого гена обмена ре­тинола Retsat [21]. Однако достоверное и значительное повышение уровня токоферола в плазме крови крыс, по­лучавших фруктозу на 56-е сутки опыта, и содержания в их печени витаминов В1 и В2 нетривиально и требует от­дельного объяснения. Наличие явной корреляции в по­вышении уровней токоферолов и триглицеридов плазмы крови у этих животных может рассматриваться как при­знак перенапряжения системы защиты организма от перекисного окисления липидов при гипертриглицериде-мии. При выражении содержания токоферолов в плазме крови в расчете на концентрацию общих триглицеридов видно, что представленный таким образом показатель обеспеченности этим витамином достоверно снижается во всех группах крыс, получающих фруктозу или ее ис­точники. По данным литературы, при метаболическом синдроме у людей снижается уровень токоферолов, со­отнесенный на содержание липидов, вследствие окис­лительного стресса и воспаления [25-27]. Тем самым данные проведенного эксперимента подтверждают, что соотношение токоферол/триглицериды в плазме крови является чувствительным маркером МС, вызванного потреблением избыточного количества фруктозы.

Усиление в печени процессов образования трехуглеродных фрагментов сахаров, вызванное потреблением избытка фруктозы, сопровождается, предположительно, экспрессией ферментов терминальных стадий глико­лиза и цикла трикарбоновых кислот, многие из которых являются тиамин- и ФАД-зависимыми, следствием чего может быть накопление соответствующих витаминов в печеночной ткани.

Таким образом, изучение влияния различных до­бавок сахаров на функциональные и биохимические маркеры МС у самок крыс и мышей показало, что фруктоза в сравнении с другими применявшимися сахарами (глюкоза, сахароза) оказывает наибольшее воздействие на эти показатели, причем у самок крыс (в отличие от мышей) выявленные изменения проявляют значительное сходство с наблюдаемой клинической картиной МС.

Существовавшее в классической диетологии мнение о пользе фруктозы как заменителя сахара при пост­роении рационов с редуцированной калорийностью базировалось на большей (в сравнении с глюкозой и сахарозой) сладости этого углевода и его способнос­тью усваиваться по инсулин-независимому пути [28]. В последнее время представления о ценности примене­ния фруктозы в диетическом питании активно пересмат­риваются в аспекте недавно полученных данных о не­благоприятном влиянии этого углевода на центральные механизмы регуляции липидного обмена, чувства голода и насыщения, опосредуемые системой метаболизма АТФ и основного интермедиата липогеназа - малонил-КоА в дугообразном ядре гипоталамуса [29]. Полученные результаты в данном исследовании также согласуются с необходимостью ограничения потребления фруктозы с рационом в целях профилактики развития метаболи­ческого синдрома, сахарного диабета 2 типа и ожире­ния, не менее (а возможно и более) строгого, чем для остальных видов легкоусвояемых углеводов.

Работа выполнена при финансовой поддержке ФАНО России, задание № 0529-2015-0006 "Поиск новых молекулярных маркеров алиментарно-зависимых заболеваний: геномный и постгеномный анализ".

Литература

1. Метаболический синдром / под ред. Г.Е. Ройтберга. М. : МЕДпресс-информ, 2007. 224 с.

2. Rask-Madsen C., Kahn C.R. Tissue-specific insulin signaling, meta­bolic syndrome and cardiovascular disease // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2012. Vol. 32, N 9. P. 2052-2059.

3. Rutledge A.C., Khosrow A. Fructose and the metabolic syndrome: pathophysiology and molecular mechanisms // Nutr. Rev. 2007. Vol. 65, N 6. P. S13-S23.

4. Wong S.K., Chin K.-Y., Suhaimi F.H., Fairus A., Ima-Nirwana S. Ani­mal models of metabolic syndrome:a review // Nutr. Metab. 2016. Vol. 13. P. 65.

5. Mamikutty N., Thent Z.C., Sapri S.R., Sahruddin N.N., Mohd Yusof M.R., Haji Suhaimi F. The establishment of metabolic syndrome model by induction of fructose drinking water in male Wistar rats // Biomed Res. Int. 2014. Article ID 263897.

6. DiLuccia B., Crescenzo R., Mazzoli A., Cigliano L.,Venditti P., WalserJ.C. et al. Rescue of fructose-induced metabolic syndrome by antibiotics or faecal transplantation in a rat model of obesity // PLoS One. 2015. Vol. 10. Article ID e0134893.

7. Oron-Herman M., Kamari Y., Grossman E., Yeger G., Peleg E., Shabtay Z. et al. Metabolic syndrome: comparison of the two commonly used animal models // Am. J. Hypertens. 2008. Vol. 21. P. 1018-1022.

8. Fraulob J.C., Ogg-Diamantino R., Fernandes-Santos C., Aguila M.B., Mandarimde-Lacerda C.A. A mouse model of metabolic syndrome: insulin resistance, fatty liver and non-alcoholic fatty pancreas dis­ease (NAFPD) in C57BL/6 mice fed a high fat diet // J. Clin. Biochem. Nutr. 2010. Vol. 46. P. 212-223.

9. Gancheva S., Zhelyazkova-Savova M., Galunska B., Chervenkov T. Experimental models of metabolic syndrome in rats // Scr. Sci. Med. 2015. Vol. 47. P. 14-21.

10. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. / Commit­tee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals; Institute for Laboratory Animal Research (ILAR); Division on Earth and Life Studies (DELS); National Research Council of the national academies. Washington : The National Academies Press, 2011.

11. Приказ Минздрава России от 01.04.2016 № 193н "Об утверждении правил надлежащей лабораторной практики".

12. Reeves P.C. AIN-93 purified diets for the study of trace elements metabolism in rodents // Trace Elements in Laboratory Rodents / ed. R.R. Watson. New York, etc. : CRC Press, 2000.

13. Кравченко Л.В., Аксенов И.В., Трусов Н.В., Гусева Г.В., Авреньева Л.И. Влияние количества жира в рационе на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков и антиоксидантной защиты у крыс // Вопр. питания. 2012. Т. 81, № 1. С. 24-29.

14. Burke M.D., Mayer R.T. Differential effects of phenobarbitone and 3-methylcholanthrene induction on the hepatic microsomal metabolism and cytochrome P-450-binding of phenoxazone and a homologous series of its n-alkyl ethers (alkoxyresorufins) // Chem. Biol. Interact. 1983. Vol. 45, N 2. Р. 243-258.

15. Nakajima M., Nakamura S., Tokudome S. et al. Azelastine N-demethylation by cytochrome P-450 (CYP)3A4, CYP2D6, and CYP1A2 in human liver microsomes: evaluation of approach to predict the contribution of multiple CYPs // Drug Metab. Dispos. 1999. Vol. 27, N 12. Р. 1381-1391.

16. Habig W.H., Pabst W.J., Jacoby W.B. Glutathione S-transferases. The first enzymatic step in mercapturic acid formation // J. Biol. Chem. 1974. Vol. 249, N 22. P. 7130-7139.

17. Разыграев А.В. Метод определения глутатионпероксидазной активности с использованием пероксида водорода и 5,5'-дитиобис(2-нитробензойной кислоты) // Клинико-лабораторный консилиум. 2004. №. 4. С. 19-22.

18. Апрятин С.А., Вржесинская О.А., Бекетова Н.А., Кошелева О.В., Кудан П.В., Евстратова А.Д. и др. Показатели обеспеченности витаминами при экспериментальной алиментарной гиперлипидемии у грызунов // Вопр. питания. 2017. Т. 86, № 1. С. 6-16.

19. Vachirayonsti T., Ho K.W., Yang D., Yan B. Suppression of the preg­nane X receptor during en-doplasmic reticulum stress is achieved by down-regulating hepatocyte nuclear factor-4a and up-regulating liver-enriched inhibitory protein // Toxicol. Sci. 2015. Vol. 144, N 2. P. 382-392.

20. Jover R., Moya M., Gomez-Lechon M.J. Transcriptional regulation of cytochrome P-450 genes by nuclear factor 4-alpha // Curr. Drug Metab. 2009. Vol. 10, N 5. P. 508-519.

21. Апрятин С.А., Трусов Н.В., Балакина А.С., Ригер Н.А., Гмошинский И.В. Изменение транскриптомного профиля печени крыс линии Wistar при экспериментальной алиментарной гиперлипидемии // Материалы Всерос. конф. с международным учас­тием "Профилактическая медицина-2016*. Ч. 1. СПб., 2016. С. 34-39.

22. Pirih F., Lu J., Ye F., Bezouglaia O., Atti E., Ascenzi M.G. et al. Adverse effects of hyperlipidemia on bone regeneration and strength // J. Bone Miner. Res. 2012. Vol. 27. P. 309-318.

23. Hurwitz S. Homeostatic control of plasma calcium concentration // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 1996. Vol. 31, N 1. P. 41-100.

24. Апрятин С.А., Мжельская К.В., Трусов Н.В., Балакина А.С., Кулакова С.Н., Сото Х.С. и др. Сравнительная характеристика iri vivo моделей гиперлипидемии у крыс линии Вистар и мышей линии C57Bl/6 // Вопр. питания. 2016. Т. 85, № 6. C. 14-23.

25. Бекетова Н.А., Спиричева Т.В., Переверзева О.Г., Кошелева О.Г., Вржесинская О.А., Харитончик Л.А. и др. Изучение обеспе­ченности водо- и жирорастворимыми витаминами взрослого трудоспособного населения в зависимости от возраста и пола // Вопр. питания. 2009. Т. 78, № 6. С. 53-59.

26. Mah E., Sapper T.N., Chitchumroonchokchai C., Failla M.L., Schill K.E., Clinton S.K. et al. α-Tocopherol bioavailability is lower in adults with metabolic syndrome regardless of dairy fat co-ingestion: a randomized, double-blind, crossover trial // Am. J. Clin. Nutr. 2015. Vol. 102, N 5. P. 1070-1080.

27. Светикова А.А., Вржесинская О.А., Коденцова В.М., Бекетова Н.А., Переверзева О.Г., Погожева А.В. и др. Витаминный статус и минеральная плотность костной ткани у больных с ожирением и сердечно-сосудистой патологией // Вопр. питания. 2008. Т. 77, № 3. С. 39-44.

28. Петровский К.С. Гигиена питания. М. : Медицина, 1975. С. 50.

29. Lane M.D., Cha S.H. Effect of glucose and fructose on food intake via malonyl-CoA signaling in the brain // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2009. Vol. 382, N 1. P. 1-5.