Сравнительная характеристика in vivo моделей гиперлипидемии у крыс линии Вистар и мышей линии C57Bl/6

Резюме

Моделирование in vivo нарушений липидного обмена (гиперлипидемия, ожи­рение, метаболический синдром, атеросклероз) представляет значительный интерес для поиска геномных, транскриптомных и метаболомных маркеров, позволяющих осуществлять дифференциальную диагностику, прогноз и выбор персонифицированной диетотерапии у больных при этих состояниях. Целью исследования стала разработка и характеристика базовых биохимических параметров in vivo модели алиментарной гиперлипидемии у аутбредных крыс и инбредных мышей. Эксперимент проведен на 48 растущих крысах-самках линии Вистар и 48 растущих мышах-самках линии C57Black/6, которые были разделены на 12 групп по 8 животных в каждой. В течение 63 дней крысы и мыши 1-х групп (контроль) получали сбалансированный полусинтетический рацион (СПР), 2-х групп - высокожировой рацион с содержаним 30% общих жиров от массы сухого корма, 3-х групп - СПР и 20% водный раствор фруктозы вместо воды, 4-х групп - высокожировой рацион+фруктозу, 5-х групп - СПР с добавкой 0,5% холестерина по массе сухого корма, 6-х групп - СПР с холес­терином и фруктозой. Количество и состав потребляемых рационов коррек­тировали на протяжении эксперимента для их максимального сближения по калорийности. После выведения животных из эксперимента определяли массу внутренних органов, содержание липопротеинов высокой плотности (ЛПВП), липопротеинов низкой плотности (ЛПНП), общего холестерина, тригли-церидов, глюкозы плазмы, общее содержание липидов печени и их жирно-кислотный состав, уровни грелина, GIP, GLP-1, глюкагона, лептина, PAI-1, резистина плазмы крови. Установлено, что у обоих видов печень наиболее чувствительна к алиментарному дисбалансу, причем нутриентом, оказы­вающим на этот орган наибольшее воздействие, является фруктоза. У крыс в сравнении с мышами отмечалась значительно более выраженная реакция спектра липопротеинов на алиментарные дисбалансы, в особенности на уро­вень холестерина, что проявилось в возрастании содержания ЛПНП, снижении ЛПВП и увеличении индекса атерогенности. В печени крыс, получавших рационы с холестерином, отмечено развитие стеатоза, проявлявшегося в многократ­ном увеличении содержания липидов и сопровождавшегося изменениями в их жирнокислотном составе, в частности возрастанием соотношения ω-6/ω-3 полиненасыщенных жирных кислот. Изменение уровней гормонов - регуляторов углеводного обмена (GLP, глюкагона), а также грелина вследствие потребления добавки фруктозы было значительно большим у мышей в сравнении с крысами. Влияние сочетания холестерина и фруктозы на уровни лептина у двух видов имело противоположную направленность. Обсуждаются значения выявленных межвидовых различий в свете особенностей липидного и углеводного обмена у двух указанных линий животных, являющихся наиболее распространенными моделями алиментарно-зависимой патологии.

Ключевые слова:гиперлипидемия, in vivo модель, крысы, мыши, холестерин, фруктоза, пептидные гормоны

Вопр. питания. 2016. № 6. С. 14-23.

Моделирование in vivo нарушений липидного обмена (гиперлипидемия, ожирение, метаболический син­дром, атеросклероз) представляет значительный инте­рес с позиции поиска чувствительных биохимических и молекулярно-генетических (геномных, транскриптомных) маркеров, позволяющих осуществлять дифферен­циальную диагностику, прогноз и выбор персонифици­рованной диетотерапии у больных при этих состояниях. Разработка таких экспериментальных моделей явля­ется сложной задачей, поскольку целый ряд особен­ностей липидного обмена у человека и наиболее рас­пространенных видов лабораторных животных (крыс, мышей) существенно различается [1, 2]. Существуют два различных подхода к данной проблеме, один из них использует так называемые нокаутные линии животных с отключением определенных генов или их групп (гены аполипротеинов, лептина, липопротеидлипазы, рецеп­торов липопротеидов, синтазы NO эндотелия и др.), что позволяет приблизить профиль липопротеидов плазмы крови к тому, который наблюдается у больных людей с гиперлипидемией и атеросклерозом [1, 3]. Другой подход состоит в использовании обычных линий мышей и крыс, получающих в течение длительного времени рационы с разбалансированным содержанием пище­вого жира и простых сахаров (глюкоза, фруктоза) [4-6]. В этих условиях у животных с алиментарно-индуциро­ванными ожирением, гиперлипидемией и метаболи­ческим синдромом изменяется экспрессия большого числа функционально значимых генов, причем профиль этих изменений не совпадает с таковым у нокаутных животных и в ряде случаев более релевантен тем пато­логическим сдвигам в обмене веществ, которые наблю­даются у людей с соответствующими нарушениями пищевого поведения [7].

Наиболее распространенными лабораторными лини­ями мышей и крыс для большинства биомедицинских исследований являются аутбредная линия крыс Вистар и инбредные линии мышей C57Black/6 и BALB/C. Животные этих линий отличаются высокой воспроиз­водимостью результатов с однотипным и стабильным ответом организма на экспериментальные воздействия пищевыми веществами и фармакологическими препа­ратами. В литературе описаны различные варианты вос­произведения гиперлипидемии у животных этих линий путем кормления рационами с повышенной квотой жира, простых сахаров и добавками холестерина и желчных кислот [1, 2, 4-6]. Проблемы, возникающие при интер­претации данных этих работ, связаны преимущественно с тем, что в них, как правило, не была обеспечена изокалорийность опытных и контрольных рационов в усло­виях свободного доступа животных к корму.

Целью данного исследования явилась разработка и характеристика базовых биохимических парамет­ров in vivo модели алиментарной гиперлипидемии у аутбредных крыс линии Вистар и инбредных мышей линии C57Black/6, получающих рационы с повышенным содержанием общего жира, фруктозы, холестерина и сочетанием этих факторов в условиях максимального приближения рационов к изокалорийности.

Материал и методы

Исследования проводили на 48 крысах-самках линии Вистар со средней начальной массой тела 123±1 г и 48 мышах-самках линии C57Black/6 со средней массой тела 17,8±0,1 г, полученных из питомника лаборатор­ных животных филиала "Столбовая" ФГБНУ "Науч­ный центр биомедицинских технологий" ФМБА России. Животных содержали группами по 2 особи в прозрачных пластмассовых клетках из поликарбоната на под­стилке из опилок при 20-22 °С и режиме освещения 12/12 ч. Работу с животными выполняли в соответствии с [8] и приказом Минздравсоцразвития России № 708н от 23.08.2010 "Об утверждении Правил лабораторной практики".

Крысы и мыши были разделены на 12 групп, по 8 животных в каждой (крысы: группы 1а, 2а, 3а, 4а, 5а, 6а; мыши: группы 1б, 2б, 3б, 4б, 5б, 6б). Сред­няя масса тела в группах каждого вида не различа­лась (р>0,05, ANOVA). В течение 63 дней животные 1а и 1б групп (контрольные группы) получали модифи­цированный полусинтетический рацион по AIN93 [9], 2а и 2б групп - полусинтетический рацион с повышен­ным содержанием общих жиров (30% от массы сухо­го корма) за счет снижения углеводного компонента (крахмал) и сохраненным соотношением минеральных веществ и витаминов; 3а и 3б групп - полусинтети­ческий рацион с добавлением 20% водного раствора фруктозы вместо воды, 4а и 4б групп - полусинтетичес­кий рацион с повышенным содержанием общих жиров и добавлением 20% раствора фруктозы вместо воды, 5а и 5б групп - полусинтетический рацион с повышен­ным содержанием холестерина (0,5% по массе сухого корма за счет подсолнечного масла) и соотношением остальных нутриентов, идентичным рациону контроль­ной группы, 6а и 6б групп - полусинтетический рацион с повышенным содержанием холестерина и добавлени­ем 20% раствора фруктозы вместо воды. Состав рацио­нов представлен в табл. 1. Животные получали жидкость в режиме свободного доступа и рацион изначально из расчета 15 г на крысу и 4 г на мышь сухого корма в сутки. Для достижения изокалорийности рационов, а также удовлетворения изменяющейся с возрастом физиологической потребности животных в нутриентах и энер­гии в ходе эксперимента производили ряд изменений в количественном составе экспериментальных раци­онов. В ходе эксперимента животных еженедельно взвешивали с точностью ±1 г (крысы) и ±0,1 г (мыши), фиксировали заболеваемость, летальность, внешний вид, активность, состояние шерстного покрова, стула, особенности поведения.

Выведение животных из эксперимента осуществляли на 63-й день путем декапитации под эфирной анестези­ей. Кровь собирали в пробирки с добавлением 10% по объему 1% раствора гепарина в стерильном 0,15 М NaCl и центрифугировали при 3000 об/мин (600 g) в течение 15 мин для отделения плазмы. Отбор органов и тканей (печень, селезенка, сердце, почки, тимус, легкие, голо­вной мозг, жировая ткань) осуществляли стерильными хирургическими инструментами из нержавеющей стали. Немедленно после отбора органы и ткани охлаждали на льду до 0-2 °С, взвешивали. Биологический материал подвергали анализу непосредственно после отбора или хранили до исследования при -80 °С. Массу внутрен­них органов и жировой ткани определяли с точностью ±0,01 г.

Содержание липопротеинов высокой плотности (ЛПВП), низкой плотности (ЛПНП), общего холесте­рина, триглицеридов, глюкозы в плазме крови опре­деляли на биохимическом анализаторе Konelab 20i ("Konelab", Финляндия). Экстракцию липидов печени проводили согласно [10]. Содержание общих липидов в печени определяли гравиметрическим методом [11]. Подготовку проб для определения состава жирных кислот осуществляли согласно официальному методу IUPAC [12]. Анализ состава жирных кислот проводили методом газожидкостной хроматографии [13].

Уровни грелина, гастроингибиторного пептида (GIP), глюкагоноподобного пептида-1 (GLP-1), глюкагона, лептина, ингибитора активатора плазминогена 1 (PAI-1), резистина в плазме крови мышей определяли методом мультиплексного анализа Luminex на мультианалитных флуоресцирующих магнитных микросферах Bio-Plex Pro ("Bio-Rad Laboratories, Inc.", США) с использованием набора Bio-Plex Mouse Diabetes Panel 8-Plex; уровни лептина, грелина, GLP-1, глюкагона, PAI-1 в плазме крови крыс - набора Bio-Plex Reagent Kit, 1x96-well, дополняе­мого реагентами: Pro-Rat 33-Plex Standarts, Rat Diabetes Ghrelin SET, Rat Diabetes Leptin SET, Rat Diabetes GLP-1 SET, Rat Diabetes Glucagon SET, Rat Diabetes PAI-1 SET ("Bio-Rad Laboratories, Inc.", США). Измерения выполня­ли на мультиплексном проточном анализаторе Luminex 200 ("Luminex Corporation", США) по технологии xMAP с использованием программного обеспечения Luminex xPONENT Version 3.1 ("Luminex Corporation", США).

Статистическую обработку данных проводили с ис­пользованием параметрических критериев ANOVA, двустороннего f-критерия Стьюдента для несвязанных показателей с поправкой Levine на неравенство вы­борочных дисперсий, непараметрического критерия Манна-Уитни при уровне значимости р<0,05.

Результаты

Удельное энергопотребление

Как показало ежедневное определение удельного потребления энергии и белка, использованные пище­вые режимы не позволили в начале эксперимента обеспечить равенство этих показателей в опытных и конт­рольных группах животных (рис. 1). Это было связано в первую очередь с наименьшей в сравнении с други­ми рационами поедаемостью высокожирового рациона, а также с высокой калорийностью добавки фруктозы. В целях сближения уровней удельного потребления энергии и белка в опытных группах животных их рацион на протяжении эксперимента подвергали ряду последо­вательных модификаций. Так, в 3, 4 и 6-х группах, полу­чавших фруктозу, на 3-й день опыта снижали количест­во потребляемого крахмала на 20%, во 2, 3 и 4-х группах, получавших повышенную квоту жира и/или фруктозы, на 24-й день увеличивали квоту белка за счет удаления 5% по массе целлюлозы и на 31-й день - за счет удале­ния 10% по массе крахмала; на 37-й день опыта во всех группах, не получавших избыток жира (1-е, 3-и, 5-е, 6-е), снижали суточное количество предоставляемых рацио­нов на 20 или 30%, а начиная с 50-го дня повышали его в этих же группах на 10% для крыс и на 20% для мышей. В результате этих манипуляций в последние недели эксперимента удельное энергопотребление в группах животных удалось сблизить между собой, о чем свиде­тельствуют данные рис. 1.

Интегральные показатели

На протяжении эксперимента животные большинства групп равномерно прибавляли в массе тела, за исклю­чением крыс группы 5а (добавка холестерина), которые практически перестали прибавлять в массе к концу эк­сперимента и статистически значимо отстали по этому показателю от животных групп 2а-4а и 6а (р<0,05). В группах мышей животные группы 2б, получавшие высокожировой рацион, прибавляли в массе тела до­стоверно быстрее животных групп 1б, 3б и 4б (р<0,05), несмотря на то, что удельное энергопотребление на этом рационе было, во всяком случае, не больше, чем в остальных группах (см. рис. 1). Явные признаки забо­леваемости и летальность отсутствовали на протяжении всего периода эксперимента у всех животных.

Обзорное патологоанатомическое исследование внутренних органов показало наличие жировой дистро­фии печени крыс и мышей, наиболее выраженной в 5-х и 6-х группах, получавших добавку холестерина.

Определение относительной массы внутренних ор­ганов крыс и мышей (табл. 2) выявило достоверное повышение массы печени у крыс и мышей всех групп, получавших фруктозу (3-и, 4-е и 6-е) по сравнению с контрольной группой. У крыс группы 6а, получавших добавки холестерина и фруктозы, и мышей группы 4б, получавших высокожировой рацион с фруктозой, увеличение массы печени было наиболее выражено. Относительная масса почек была достоверно повыше­на в обеих группах крыс, получавших фруктозу (3а, 4а); в отличие от этого у мышей выявлено снижение массы почек на рационе с избытком жира (группа 2б). Масса головного мозга мышей достоверно повышалась в результате приема ими добавки холестерина и фрук­тозы (группа 6б); для группы 5б (холестерин) это из­менение было на уровне тенденции. При этом у крыс прием холестерина не вызывал изменения массы мозга в сравнении с контрольной группой. Масса жировых депо, охарактеризованная для общего, забрюшинного жира, а также подкожно-пахового и брыжеечного жира (данные не показаны) достоверно не отличалась от кон­троля во всех опытных группах крыс и мышей. Однако для обоих видов животных отмечалось снижение раз­меров жировых депо на рационе с избытком фруктозы и холестерина (6-е группы) в сравнении с избытком жира (2-е группы).

Для остальных изученных органов (селезенка, серд­це, легкие, тимус) при сравнении опытных групп между собой был выявлен ряд разнонаправленных изменений, обсуждение которых не входит в задачи настоящей ста­тьи (данные не показаны).

Показатели липидного и углеводного обмена

Как следует из данных табл. 3, у крыс потребление рационов с холестерином (группы 5а, 6а) вызывало достоверное и многократное повышение уровня общего холестерина и ЛПНП и достоверное снижение уровня ЛПВП. Индекс атерогенности (ЛПНП/ЛПВП) возрастал в этих группах соответственно в 5,5 и 7,4 раза по срав­нению с контролем. При потреблении высокожирового рациона статистически значимые изменения в показа­телях липопротеинов отсутствовали. Добавка фруктозы в группах 3а и 4а оказывала эффект, противоположный холестерину - индекс атерогенности был снижен в 1,5 и 1,4 раза по сравнению с контрольной группой (1а) и в 8,2 и 7,8 раза по сравнению с группой с повышен­ным содержанием холестерина в рационе (5а) соот­ветственно. Содержание триглицеридов плазмы крови повышалось под влиянием приема фруктозы, что было наиболее заметным на фоне добавки холестерина (из сравнения 5-й и 6-й групп).

У мышей наблюдалось снижение содержания ЛПВП в плазме крови в группах, потреблявших высокохолес­териновый рацион (5б, 6б), однако выраженность этого эффекта в сравнении с крысами была незначительной. Достоверных изменений в уровне ЛПНП и общего холес­терина в сравнении с контролем не было выявлено ни в одной опытной группе. Индекс атерогенности незна­чительно возрастал в результате потребления высоко­холестеринового рациона только на фоне потребления фруктозы (как следует из сравнения групп 3б и 6б). Уровень триглицеридов достоверно, но незначительно по абсолютной величине снижался в группах 5б и 6б, потреблявших холестерин.

Как у крыс, так и у мышей отмечалось выраженное снижение уровня глюкозы в группах 5а и 5б, получавших добавку холестерина (см. табл. 3).

Потребление крысами рациона с увеличенной квотой жира (группа 2а) приводило к умеренному по абсолют­ной величине (на 36%), но достоверному увеличению накопления общих липидов в печени (рис. 2). Рацион с повышенным содержанием холестерина (группа 5а) резко и достоверно увеличивал этот показатель в 3,6 раза. При этом потребление фруктозы крысами группы 6а приводило к достоверному снижению накоп­ления липидов по сравнению с животными группы 5а, получавшими только добавку холестерина.

Данные, представленные в табл. 4, показывают, что в жирнокислотном составе печени крыс при всех типах экспериментальных рационов наблюдались достовер­ные изменения по сравнению с контрольной группой. Так, потребление высокожирового рациона приводило к увеличению содержания линолевой кислоты, суммы С20, суммы С22, суммы общих полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК), ПНЖК ω-6, соотношения ω-6/ ω-3 и снижению уровня С14, С16, С17 кислот. Рацион с фруктозой вызывал увеличение содержания С14, С16:0, С16:1, цис-С18:1 и снижение уровня суммы С20, суммы С22, эйкозапентаеновой и докозагексаеновой кислот, суммы ПНЖК ω-3 и ω-6. При потреблении добавки хо­лестерина увеличивался уровень С16 и С18:1 жирных кислот, снижался - С15, С18:0, суммы С22, арахидоновой, эйкозапентаеновой и докозагексаеновой кислот. Суммарное содержание насыщенных жирных кислот и всех классов ПНЖК снижалось, как можно предполо­жить, вследствие частичного замещения содержащих их липидов холестерином. Соотношение ПНЖК ω-6-3 при потреблении холестерина достоверно возрастало. Потребление фруктозы на фоне высокожирового и вы­сокохолестеринового рациона также оказывало разнонаправленные влияния на состав жирных кислот.

Уровни пептидных гормонов

Как следует из данных, представленных в табл. 5, уровень грелина не отличался от контроля во всех опытных группах мышей и крыс. Однако у мышей прослеживалось снижение содержания этого гормона под действием фруктозы на фоне высокожирового рациона (из сравнения групп 3б и 4б). Аналогичная закономер­ность у крыс отмечалась только на уровне тенденции. В числе гормонов семейства инкретинов, являющих­ся ключевыми регуляторами гомеостаза глюкозы [14], уровни GIP у мышей статистически значимо возрастали по сравнению с контролем в группах 3б и 4б, получав­ших добавку фруктозы, тогда как на содержание GLP-1 фруктоза оказывала такое же воздействие только в сочетании с холестерином (из сравнения групп 3б и 6б). У крыс различия в уровнях этого гормона не выявлены, что указывает на меньшую чувствитель­ность углеводного обмена этих более крупных животных к действию фруктозы. Наименьшая концентрация глюкагона в плазме крови отмечена у мышей, получавших фруктозу (группа 3б), а у крыс - при сочетании фрук­тозы с высокожировым рационом (группа 4а). Уровень лептина в опытных группах животных обоих видов ста­тистически значимо не отличался от контроля; при этом наименьшие (в сравнении с остальными опытными груп­пами) концентрации этого гормона отмечались у крыс, получавших холестерин (группа 5а), а у мышей - холес­терин с раствором фруктозы (группа 6б). Содержание PAI-1 во всех группах крыс различалось недостоверно, тогда как у мышей отмечено его выраженное снижение в группах, получавших фруктозу и/или жир (3б и 4б) по сравнению с получавшими холестерин (5б и 6б). Уровни резистина у мышей достоверно снижались при приеме раствора фруктозы только на фоне высокожирового рациона (из сравнения групп 3б и 4б), что совпадает с данными литературы [15].

Обсуждение

При кормлении высокожировыми и высокоуглевод­ными рационами в организме экспериментальных жи­вотных развивается комплексный патофизиологичес­кий процесс, в основе которого лежат макрофагальная инфильтрация и воспаление жировой ткани. Следстви­ем этих процессов является нарушение гормональной регуляции чувства голода и насыщения [16, 17], сни­жение чувствительности клеток ряда органов и тканей к инсулину, влекущее развитие гиперлипидемии, мета­болического синдрома и стеатоза печени [1, 18].

У животных с вызванными рационом ожирением, гиперлипидемией и метаболическим синдромом отмеча­ется изменение в экспрессии большого числа функцио­нально значимых генов, что в значительной степени соответствует нарушениям углеводного и липидного обмена алиментарного происхождения, наблюдаемым в генетически гетерогенной человеческой популяции, и является объектом диетической коррекции [5, 19-21].

Как показали результаты настоящего исследования, у использованных линий мышей и крыс отмечаются как общие, так и различные по характеру реакции на применяемые алиментарные воздействия. Определе­ние относительных масс внутренних органов показа­ло, что у обоих видов печень наиболее чувствительна к алиментарному дисбалансу, причем нутриентом, ока­зывающим на этот орган наибольшее воздействие, явля­ется фруктоза. Изучение алиментарно-индуцированных изменений транскриптомных и протеомных показателей в ткани печени на данных экспериментальных моделях представляет наибольший интерес с позиции выявления взаимосвязи между нарушениями липидного и углевод­ного обмена, опосредуемыми, по современным данным, системой печеночного рецептора желчных кислот FXR (фарнезоид-Х-рецептор) [7, 22, 23].

Оценка стандартных показателей липидного обмена в плазме крови показала, что у крыс в сравнении с мышами отмечается значительно более выраженная реакция спектра липопротеидов на алиментарные дис­балансы, в особенности на уровень холестерина рацио­на. По данным литературы, преобладающей формой липопротеидов у грызунов являются ЛПВП [1, 2], тогда как у человека - ЛПНП. Полученные в настоящей рабо­те данные подтвердили это положение для контроль­ных крыс и мышей и животных, получавших рационы с разбалансированным содержанием моносахаридов и жира (группы 2, 3, 4а/б). Вместе с тем при потребле­нии добавки всего 0,5% (по массе рациона) холестери­на происходит полное "обращение" профиля липоп-ротеидов у крыс с многократным возрастанием ЛПНП (группа 5а), тогда как для мышей ничего подобного не наблюдается. Последнее согласуется с данными о том, что у мышей ненокаутных линий потребление рациона западного типа с повышенной квотой монои дисахаридов и холестерина не приводит к развитию дислипидемии [1]. Для выяснения механизмов алимен­тарно-индуцированных нарушений липидного обмена большой интерес представляет выяснение того, какие межвидовые различия в экспрессии генов ключевых регуляторов транспорта и обмена липидов определяют такие расхождения между мышами и крысами в реак­ции на холестерин.

Резкие изменения в профиле липопротеидов, наблю­даемые у крыс при потреблении рациона с 0,5% холес­терина, приводят, как можно предположить, к сдвигам в тканевом транспорте и накоплении липидов, в час­тности к развитию стеатоза печени, отражением чего стало многократное увеличение содержания липидов в печени крыс 5-й и 6-й групп. В литературе имеются указания на то, что к аналогичным последствиям приво­дили и такие диетические манипуляции, как кормление крыс рационами, дефицитными по холину и серосодер­жащим аминокислотам [24].

Выявленные изменения в жирнокислотном составе липидов печени, такие как более чем 2-кратное сни­жение содержания ПНЖК семейства ω-3 на рационе с добавкой фруктозы и холестерина, могут привести к изменениям в реологических свойствах мембран клеток и опосредованно повлиять на активность мембранно-связанных ферментных и транспортных белков. Помимо этого наблюдаемое возрастание отношения ПНЖК ω-6-3 может привести к увеличению продукции провоспалительных простагландинов и лейкотриенов 4-й серии. Это может быть одним из факторов развития хронического воспаления печени и жировой ткани, ха­рактерного для алиментарно-индуцированной дислипидемии, ожирения и метаболического синдрома [18, 25].

Исследованные опытные рационы по-разному влияли на уровни пептидных гормонов, регулирующих углеводно-энергетический обмен, чувство голода и насыщения в группах мышей и крыс. Чувствительность гормонов, являющихся регуляторами углеводного обмена, таких как GLP, глюкагон [14], а также грелина к уровню потребления фруктозы оказывается значительно большей у мышей по сравнению с крысами, что может быть связано с большей интенсивностью углеводно-энерге­тического обмена у мышей. Влияние сочетания холесте­рина и фруктозы на уровни лептина у двух видов имело прямо противоположную направленность. Причины этих различий, связанные, по-видимому, с дифференциро­ванной экспрессией различных ключевых генов метаболизма липидов, углеводов и энергии [1, 2], можно будет установить после проведения транскриптомного анализа биосубстратов животных, получавших экспери­ментальные рационы.

Работа выполнена при финансовой поддержке ФАНО России, задание № 0529-2015-0006

"Поиск новых молекулярных маркеров алиментарно-зависимых заболеваний: геномный и постгеномный анализ".

Литература

1. Jawien J., Nastalek P., Korbut R. Mouse models of experimental atherosclerosis // J. Physiol. Pharmacol. 2004. Vol. 55, N 3. P. 503-517.

2. Woods S.C., Seeley R.J., Rushing P.A., D'Alessio D. et al. A controlled high-fat diet induces an obese syndrome in rats // J. Nutr. 2003. Vol. 133, N 4. P. 1081-1087.

3. Nakanishi N., Nakagawa Y., Tokushige N., Aoki N. et al. The up-regulation of microRNA-335 is associated with lipid metabolism in liver and white adipose tissue of genetically obese mice // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2009. Vol. 385. P. 492-496.

4. Buettner R., Parhofer K.G., Woenckhaus M., Wrede C.E. et al. Defining high-fat-diet rat models: metabolic and molecular effects of different fat types // J. Mol. Endocrinol. 2006. Vol. 36. P. 485-501.

5. Yogalakshmi B., Bhuvaneswari S., Sreeja S., Anuradha C.V. Grape seed proanthocyanidins and metformin act by different mechanisms to promote insulin signaling in rats fed high calorie diet // J. Cell Commun. Signal. 2014. Vol. 8. P. 13-22.

6. Siddiqui R.A., Xu Z., Harvey K.A., Pavlina T.M. et al. Comparative study of the modulation of fructose/sucrose-induced hepatic steatosis by mixed lipid formulations varying in unsaturated fatty acid content // Nutr. Metab. 2015. Vol. 12. P. 41. doi: 10.1186/s12986-015-0038-x

7. Glastras S.J., Wong M.G., Chen H., Zhang J. et al. FXR expression is associated with dysregulated glucose and lipid levels in the offspring kidney induced by maternal obesity // Nutr. Metab. 2015. Vol. 12. P. 40.

8. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8 the ed. / Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals; Institute for Laboratory Animal Re-search (ILAR); Division on Earth and Life Studies (DELS); National Research Council of the national academies. Washington : The National Academies Press, 2011. 248 p.

9. Reeves P.G., Nielsen F.H., Fahey G.C. Jr. AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American Institute of Nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent diet // J. Nutr. 1993. Vol. 123, N 11. P. 1939­1951.

10. Кейтс М. Техника липидологии. М. : Мир, 1975. Гл. 3.

11. Бергельсон Л.Д., Дятловицкая Э.В. и др. Препаративная биохи­мия липидов. М. : Наука, 1981. 259 с.

12. IUPAC 2.301, 2.302 "Standard methods for the analysis of oils, fats and derivatives*. Oxford : Pergamon Press, 1979.

13. Руководство по методам контроля качества и безопасности БАД к пище Р. 4.1.1672-03. М. : МЗ России, 2004.

14. Kim W., Egan J.M.. The role of incretins in glucose homeostasis and diabetes treatment // Pharmacol. Rev. 2008. Vol. 60, N 4. P. 470-512. doi: 10.1124/pr.108.000604.

15. Nowacka-Woszuk J., Pruszynska-Oszmalek E., Szydlowski M., Sadkowski S. et al. Diet-induced variability of the resistin gene (Retn) transcript level and methylation profile in rats // BMC Genet. 2015. Vol. 16. P. 113.

16. Cheung W.W., Mao P. Recent advances inobesity: genetics and beyond // ISRN Endocrinol. 2012. Article ID 536905. 11 p. doi: 10.5402/2012/536905.

17. Margetic S., Gazzola C., Pegg G.G., Hill R.A. Leptin: a review of its peripheral actions and interactions // Int. J. Obes. 2002. Vol. 26, N 11. P. 1407-1433.

18. Kim Y., Park T. DNA microarrays to define and search for genes associated with obesity // Biotechnol. J. 2010. Vol. 5. P. 99-112.

19. Cordero P., Gomez-Uriz A.M., Campion J., Milagro F.I. et al. Dietary supplementation with methyl donors reduces fatty liver and modifies the fatty acid synthase DNA methylation profile in rats fed an obesogenic diet // Genes Nutr. 2013. Vol. 8. P. 105-113. doi: 10.1007/s12263-012-0300

20. Park D.-Y., Ahn Y.-T., Huh C.-S., McGregor R.A. et al. Dual probiotic strains suppress high fructose-induced metabolic syndrome // World J. Gastroenterol. 2013. Vol. 19, N 2. P. 274-283.

21. Al-Rejaie S.S., Abuohashish H.M., Alkhamees O.A., Aleisa A.M. et al. Gender difference following high cholesterol diet induced renal injury and the protective role of rutin and ascorbic acid combination in Wistar albino rats // Lipids Health Dis. 2012. Vol. 11. P. 41.

22. Jiao Y., Lu Y., Li X.Y. Farnesoid X receptor: a master regulator of hepatic triglyceride and glucose homeostasis // Acta Pharmacol. Sinica. 2015. Vol. 36, N 1. P. 44-50.

23. Prawitt J., Abdelkarim M., Stroeve J.H.M., Popescu I. et al. Farnesoid X receptor deficiency improves glucose homeostasis in mouse models of obesity // Diabetes. 2011. Vol. 60, N 7. P. 1861-1871.

24. Kucera O., Cervinkova Z. Experimental models of non-alcoholic fatty liver disease in rats // World J. Gastroenterol. 2014. Vol. 20, N 26. P. 8364-8376.

25. Kumar M.S., Priyanka J., Prashant M. Microarray evidences the role of pathologic adipose tissue in insulin resistance and their clinical implications // J. Obes. 2011. Article ID 587495. doi:10.1155/2011/587495