Влияние пищевых волокон на апоптоз гепатоцитов крыс с алиментарной поливитаминной недостаточностью

Резюме

Исследовано влияние пищевых волокон (ПВ) пшеничных отрубей на апоптоз гепатоцитов крыс при полноценном питании и в условиях поливитаминной алиментарной недостаточности. 48 крыс самцов Вистар (исходная масса тела - 58,1±0,5 г) были рандомизированно разделены на 6 групп, которые в течение 4 нед потребляли полусинтетический рацион, содержащий 100% или 20% витаминной смеси без добавления или с дополнительным введением ПВ в дозе, соответствующей верхнему допустимому уровню их потребления (5% от массы корма). 1-я группа животных получала 100% витаминной смеси (Вит); 2-я группа - 100% Вит + ПВ; 3-я группа - 20% Вит (из витаминной смеси были исключены витамины Е, В 1 и В 2 ); 4-я группа - 20% Вит + ПВ. В последующие 5 дней в рационы крыс из групп с алиментарным полигиповитаминозом добавили витаминную смесь в количестве 80% от содержания в рационе контрольной группы: 5-я группа - 20% Вит + 80% Вит; 6-я группа - 20% Вит + ПВ + 80% Вит. Суспензию гепатоцитов получали механической гомогенизацией с помощью автоматической системы "BD Medimachine" (Becton Dickenson and Company, США). Апоптоз гепатоцитов оценивали методом проточной цитометрии на проточном цитофлуориметре "FC-500" (Beckman Coulter, США) после окрашивания клеток конъюгированным с флуорохромом (FITC) аннексином V и витальным красителем 7-аминоактиномицином (Beckman Coulter, USA). У крыс, потреблявших полноценный полусинтетический рацион, обогащенный ПВ (100% Вит + ПВ), величина апоптоза гепатоцитов на 22% (p<0,10) превышала данный показатель у крыс контрольной группы (4,99±1,82% на 10 000 просчитанных объектов). У крыс, находившихся на витаминдефицитных рационах (группы: 20% Вит и 20% Вит + ПВ) апоптоз гепатоцитов статистически достоверно (p<0,05) превышал данный показатель у крыс контрольной группы, составив соответственно 7,03±1,74 и 7,26±1,13%. Нормализация содержания витаминов в рационах крыс дефицитных групп в течение последующих 5 дней не оказала существенного влияния на выраженность апоптоза гепатоцитов у крыс независимо от наличия (8,02±2,18%) или отсутствия обогащения рациона ПВ (8,04+1,66%). На основании полученных результатов можно предположить, что алиментарная поливитаминная недостаточность играет патогенетическую роль в инициации апоптоза гепатоцитов. Добавление ПВ в дозе, соответствующей верхнему допустимому уровню потребления, на фоне адекватного содержания в рационе витаминов, сопровождается тенденцией к развитию апоптоза гепатоцитов, что может быть результатом как прямого действия образующихся из ПВ короткоцепочечных жирных кислот, так и ухудшения обеспеченности организма витаминами.

Ключевые слова:апоптоз гепатоцитов, алиментарный полигиповитаминоз, пищевые волокна

Вопр. питания. - 2014. - № 1. - С. 33-40.

Апоптоз - физиологический процесс генетически запрограммированной гибели клетки с характерными морфологическими и биохимическими признаками [1, 11, 14]. Апоптоз обеспечивает тканевый гомеостаз и регулирует объем тканей, уравновешивая их новообразование. Различные патологические процессы, активирующие проапоптозные механизмы, заканчиваются гибелью клеток и деструкцией ткани. Результаты исследований в этой области нашли свое отражение в ряде монографий и оригинальных статей [3, 4, 8, 16, 33].

Инициируют апоптоз многие факторы. Сигналы к запуску апоптоза могут быть рецепторные или внутриклеточные (нерецепторные). Нерецепторными сигналами к апоптозу являются изменение потенциала и дестабилизация мембраны митохондрий с помощью проапоптогенных белков семейства Вcl-2 (Bax, Bcl-x s , Bid и др.) или белка р53, который контролирует клеточный цикл и активируется при его нарушении [35]. Ключевыми факторами, индуцирующими проапоптогенные белки, являются изменение оксидантного статуса клетки, образование реактивных форм кислорода и нарушение процессов активации клетки [10, 31, 38], что может быть следствием, в частности, недостаточности витаминов-антиоксидантов. Так, у больных гепатитом В обнаружена прямая корреляционная взаимосвязь между низкими уровнями сывороточного содержания витамина Е и высокой степенью апоптоза гепатоцитов [25].

В то же время антиоксидантные свойства витамина Е используются для ингибирования пролиферации опухолевых клеток и инициации их апоптоза [17, 34]. На клеточных культурах миоцитов показана положительная роль витамина Е в восстановлении целостности клеточной мембраны после окислительного стресса [32].

Недостаточность тиамина описана при синдроме Вернике-Корсакова. Авторы [29] выделили

3 основные механизма проявления тиаминовой недостаточности: окислительный стресс, глутамат-индуцированная цитотоксичность и воспаление. Окислительный стресс при тиаминовой недостаточности происходит вследствие повышенной экспрессии гемоксигеназы (НО-1) и ICAM-1 [27].

Ингибиторный эффект оксида азота на активность цитохром С-оксидазы был установлен как на изолированных митохондриях, так и в клеточной культуре нейронов [19]. Предполагается, что при тиаминовой недостаточности нарушение функции митохондрий и их повреждение играют основную роль в патогенезе гибели нейронов. Для недостаточности витамина В 1 характерно возникновение сердечно-сосудистых нарушений [22, 24, 28], развивающихся вследствие системного ацидоза, повышенного образования свободных радикалов и липидной пероксидации, которые инициируют апоптоз клеток. Установлена положительная корреляция между ацидозом и апоптозом кардиомиоцитов [46].

Однако не всегда гибель клеток при витаминной недостаточности происходит путем апоптоза.

В исследованиях in vitro в культурах лейкемических T-клеток (Jurkat) и мышиных эмбриональных фибробластов было установлено, что при дефиците витамина А происходит гибель клеток, которая не является следствием апоптоза, несмотря на деполимеризацию мембран митохондрий, увеличение их проницаемости и высвобождение цитохрома С [20]. Авторы установили, что при недостаточности витамина А происходит повышенная продукция активных форм кислорода, значительное снижение уровней АТФ и НАД + и активация поли-(АДФ-рибозы) полимеразы (PARP) -1 , которая участвует в регуляции транскрипционных факторов, активности клеточного цикла и клеточной гибели [39]. Витамину А отводится регуляторная роль в митохондриальном энергетическом гомеостазе. Установлено, что механизмы PARP -1 -индуцированной клеточной гибели связаны с энергетической недостаточностью вследствие быстрой утилизации НАД + и АТФ, транскрипционных нарушений и PAR-ассоциированных сигнальных путей в митохондриях [21, 26, 30, 47].

В инициации апоптоза гепатоцитов нельзя исключать и влияние короткоцепочечных жирных кислот (КЦЖК), образующихся в толстой кишке при ферментации пищевых волокон (ПВ) кишечной микрофлорой. КЦЖК преимущественно представлены уксусной, пропионовой и масляной [40, 41]. В ряде исследований установлено, что бутират и в нормальных, и в опухолевых клетках влияет на клеточную дифференцировку, изменяет экспрессию генов, ингибирует клеточную пролиферацию и инициирует апоптоз [18, 44]. Механизмы, посредством которых бутират индуцирует апоптоз в различных типах клеток, не известен, но существуют доказательства, что в некоторых видах опухолевых клеток апоптоз индуцируется путем активации каспаз [36, 37, 42, 43]. На культуре опухолевых клеток кишечника линии НСТ116 и SW480 показано индуцирующее действие КЦЖК на апоптоз путем активации процесса аутофагии митохондрий [45].

Целью исследования явилось сравнительное изучение апоптоза гепатоцитов крыс, находившихся на полноценном питании, в условиях поливитаминной алиментарной недостаточности и обогащения рационов пищевыми волокнами.

Материал и методы

Исследование выполнено на 48 самцах крысотъемышей Вистар с исходной массой тела 58,1±0,5 г (49,0-66,5 г). Исследование включало 2 последовательных этапа продолжительностью 30 и 5 дней [12]. Животные были разделены на 6 групп (по 8 крыс в каждой группе).

Животные 1-й контрольной группы (стандартный рацион, 100% витаминов) в течение всего эксперимента (35 дней) получали полноценный полусинтетический рацион, содержащий 20% казеина, 63% кукурузного крахмала, 4,5% рафинированного дезодорированного вымороженного подсолнечного масла, 4,5% лярда, 3,5% солевой смеси, 1% смеси витаминов [5], 0,3% L-цистеина, 0,25% холина битартрата, 2% микрокристаллической целлюлозы. Содержание витаминов в рационе соответствовало адекватному уровню их потребления для крыс.

К аналогичному по составу рациону животных 2-й группы (100% витаминов + ПВ) в течение всего эксперимента добавляли пшеничные отруби в количестве 5% от массы рациона (или 735 мг на 1 крысу в сутки) за счет уменьшения доли крахмала. Внесение отрубей незначительно увеличивало содержание в рационе витаминов В 2 и В 1 (2,2-6,5% от содержания в корме животных контрольной группы).

У животных 3-й (20% витаминов), 4-й (20% витаминов + ПВ), 5-й и 6-й групп в течение 30 дней создавали алиментарный полигиповитаминоз путем уменьшения в 5 раз количества добавляемой в рацион витаминной смеси и полного исключения из нее ацетата dl-α-токоферола, тиамина и рибофлавина. Поступление этих витаминов в количестве 19-39% от нормального содержания в корме обеспечивалось за счет естественного содержания в натуральных компонентах рациона (подсолнечное масло, казеин). Крысам 4-й и 6-й групп на фоне дефицитного по всем витаминам рациона добавляли отруби в количестве 5% от массы рациона.

На втором этапе исследования продолжительностью 5 дней крысы 3-й (20% витаминов) и 4-й групп (20% витаминов + ПВ) продолжали получать дефицитный по витаминам рацион без добавления или с добавлением отрубей. Животным 5-й группы (20% витаминов + 80% витаминов) и 6-й группы (20% витаминов + ПВ + 80% витаминов) в течение этого этапа добавляли в корм витаминную смесь в количестве 80% от дозы витаминной смеси в рационе контрольной группы.

На протяжении всего эксперимента крысы 4-й и 6-й групп получали отруби в том же количестве, что и животные 2-й группы.

Животные получали корм ad libitum и имели постоянный доступ к воде. Наблюдение за состоянием животных и поедаемостью корма проводили ежедневно, массу тела определяли еженедельно.

По окончании эксперимента предварительно анестизированных эфиром животных умерщвляли путем декапитации.

Суспензию гепатоцитов получали с помощью автоматической системы для механической гомогенизации ткани "BD Medimachine" ("Becton Dickenson and Company", США). Однократно отмывали клетки забуференным фосфатами 0,15 М раствором хлорида натрия, рН 7,2-7,4 (PBS) и готовили пробу с концентрацией клеток 1×106 /см3 . Окрашивание гепатоцитов производили конъюгированным с флуорохромом (FITC) аннексином V (AnV-FITC) и витальным красителем 7-аминоактиномицином (7-AAD) с последующей детекцией на проточном цитофлуориметре "FC-500" ("Beckman Coulter", США). Иссеченные кусочки печени и клеточную суспензию в процессе работы хранили на льду. Результаты представлены в виде процентного соотношения живых клеток и гепатоцитов, находящихся на разных стадиях апоптоза, на 10 000 просчитанных объектов в каждом образце.

Содержание в печени витамина А (пальмитата ретинола) и Е (альфа-токоферола) определяли методом высокоэффективной жидкостной хромотографии (ВЭЖХ) [9, 15], витаминов В 1 и В 2 - флуориметрически [6, 9].

Статистическую обработку данных проводили с использованием пакета прикладных программ IBM SPSS Statistics Version 20. Результаты представлены в виде средних величин (М), стандартного отклонения (σ) и стандартной ошибки средней величины (m). Оценка достоверности различий средних величин проведена с использованием t-критерия Стьюдента. Уровень значимости считали достоверным при р<0,05.

Результаты и обсуждение

В интактных клетках фосфолипиды плазматической мембраны отличаются асимметричным распределением: фосфатидилхолин и сфингомиелин расположены на наружной поверхности липидного бислоя, в то время как фосфатидилсерин локализован на его внутренней поверхности.

На ранних стадиях апоптоза целостность клеточной мембраны сохраняется, но происходит конверсия мембранных фосфолипидов с появлением фосфатидилсерина на поверхности клетки.

Аннексин V с высоким сродством связывается с фосфатидилсерином и тем самым маркирует ранний апоптоз в AnV-FITC+ (позитивных)/7-AAD(негативных) клетках [23]. Это приводит к росту относительного содержания гепатоцитов в состоянии апоптоза и, соответственно, снижению относительного содержания неапоптозных клеток. Комбинированная окраска аннексин V-FITC и 7 ААD позволяет идентифицировать неапоптозные клетки (при сочетании аннексин V-негативные/7 ААD-негативные), ранние проапоптотические изменения (при сочетании аннексин V-позитивные/7 ААD-негативные) и поздние варианты клеточной гибели (7 ААD-позитивные клетки).

Результаты исследования апоптоза гепатоцитов у крыс, находившихся на полноценном и дефицитном по витаминам рационах в условиях обогащения рационов ПВ и компенсации витаминной недостаточности, представлены в табл. 1.

Как следует из данных, представленных в табл. 1, добавление в стандартный рацион ПВ (2-я группа) в количестве, соответствующем верхнему допустимому уровню потребления, инициирует развитие раннего апоптоза гепатоцитов: количество клеток имело тенденцию к увеличению на 24,9% (р=0,10) по сравнению с показателем в контрольной группе. Суммарное число клеток в апоптозе у крыс 2-й группы на 22% превышает данный показатель у крыс контрольной группы, хотя различия не достигают уровня достоверной значимости.

По-видимому, инициация апоптоза гепатоцитов является следствием воздействия КЦЖК, образующихся при ферментации ПВ кишечной микрофлорой в толстой кишке. Установлено, что потребление ПВ в дозах, соответствующих верхнему допустимому уровню потребления, может нарушать витаминный и минеральный баланс в организме [5, 10]. Длительное и избыточное их поступление с пищей может снижать всасывание и изменять метаболизм витаминов, макро- и микроэлементов.

В нашем эксперименте обогащение полноценного рациона привело к статистически достоверно сниженному на 16% (р=0,006) содержанию витамина Е и повышенному на 15% уровню витамина В1 в печени крыс 2-й группы по сравнению с показателем контрольной группы, однако не повлияло на уровень витаминов А и В 2 в печени (табл. 2).

Таблица 1. Апоптоз гепатоцитов экспериментальных животных, %



Примечание. * - статистически достоверная разница показателей (р<0,05). Обозначения: неапоптозные клетки - AnV-FITC-/7-AАD-; ранний апоптоз - AnV-FITC+/7-AAD-; поздний апоптоз - AnV-FITC+/7-AAD+; мертвые клетки - AnV-FITC-/7-AAD+.

Потребление крысами витаминодефицитных рационов (3-я и 4-я группы) обусловило инициацию апоптоза гепатоцитов, статистически достоверно превышающего по величине показатели у крыс контрольной группы (1-я группа) на 33,6% (р=0,010). При сравнении показателей апоптоза у группы, потреблявшей полноценный рацион, обогащенный ПВ (2-я группа), с показателями соответствующей дефицитной группы (4-я группа), статистически достоверной разницы не выявлено. 5-кратное уменьшение количества витаминной смеси в рационе крыс привело к развитию у них глубокого дефицита всех витаминов, что согласуется с ранее полученными данными [4]. Так, содержание в печени крыс 3-й группы витамина В1 уменьшилось в 2,3 раза, В 2 - в 1,6 раз, витамина А - в 25 раз, витамина Е - в 2 раза.

Обогащение витаминодефицитного рациона крыс 4-й группы ПВ не привело к статистически достоверному изменению содержания в печени исследованных витаминов по сравнению с показателями у крыс 3-й группы, за исключением витамина Е, уровень которого был выше на 22% (р=0,011).

Последнее, очевидно, является следствием повышения поедаемости обогащенного отрубями корма, в состав которого входило подсолнечное масло, источник витамина Е. Содержание витаминов в печени оставалось достоверно снижено по сравнению с их уровнем у крыс 1-й и 2-й групп.

Поскольку обогащение витаминодефицитного рациона ПВ (4-я группа) не повлияло на степень апоптоза гепатоцитов крыс, можно предположить, что основную патогенетическую роль в инициации апоптоза гепатоцитов играет поливитаминная недостаточность.

Таблица 2. Содержание витаминов в печени крыс



Примечание. к - достоверное отличие от соответствующего показателя контрольной группы крыс (К), д - от группы крыс с дефицитом витаминов в рационе (Д), ко и до - от групп крыс, получавших полноценный и дефицитный по витаминам корм, обогащенный отрубями (КО и ДО), о - от группы Д + 80%.

Компенсация дефицита витаминов (дополнительное введение 80% витаминов от их содержания в рационе контрольной группы) в рационах крыс в течение 5 сут не повлияла на выраженность процесса апоптоза гепатоцитов независимо от наличия или отсутствия ПВ (5-я и 6-я группы). Содержание витаминов группы В и витамина А в печени у крыс 5-й группы, хотя и повысилось по сравнению с таковым у крыс 3-й группы, оставалось статистически достоверно ниже их содержания у крыс контрольной группы на 16-42% и 92% соответственно.

Содержание витамина Е в печени крыс 5-й группы, напротив, статистически достоверно превысило его содержание у крыс контрольной группы на 58% (р=0,028). Компенсация витаминной недостаточности у крыс 6-й группы, находившихся на обогащенном ПВ рационе, привела к более выраженному достоверному повышению содержания витаминов группы В и витамина А в печени крыс и отсутствию статистически достоверной разницы содержания витамина В 2 с показателем контрольной группы. Напротив, содержание витамина Е в печени крыс 6-й группы было статистически достоверно ниже данного показателя у крыс 5-й группы - на 81% (р=0,013) и достоверно не отличалось от параметра контрольной группы, что, возможно, является следствием снижения под действием ПВ всасывания витамина Е [13].

Таким образом, в результате исследований установлено, что алиментарная поливитаминная недостаточность играет определенную патогенетическую роль в инициации апоптоза гепатоцитов.

При обогащении полноценного рациона крыс ПВ в дозировке, соответствующей верхнему допустимому уровню потребления, обнаружена тенденция к развитию апоптоза гепатоцитов, что может быть результатом как прямого действия образующихся из ПВ КЦЖК, так и ухудшения обеспеченности витаминами, как это было показано ранее [2].

Литература

1. Аруин Л.И. Апоптоз и патология печени // Рос. журн. гастроэнтерол., гепатол., колопроктол. - 1998. - № 2. - С. 6-12.

2. Бекетова Н.А., Коденцова В.М., Вржесинская О.А. и др. Влияние пшеничных отрубей на обеспеченность организма витаминами (эксперимент на крысах) // Вопр. питания. - 2011. - Т. 80, № 6. - С. 35-42.

3. Варга О.Ю., Рябков В.А. Апоптоз: понятие, механизмы реализации, значение // Экология человека. - 2006. - № 7. - С. 28-32.

4. Владимирская Е.Б. Механизмы апоптотической гибели клетки // Гематол. и трансфузиол. - 2002. - Т. 47, № 2. - С. 35-40.

5. Вржесинская О.А., Коденцова В.М., Бекетова Н.А. и др. Экспериментальная модель алиментарного полигиповитаминоза разной степени глубины у крыс // Вопр. питания. - 2012. - Т. 81, № 2. - С. 51-56.

6. Вржесинская О.А., Коденцова В.М., Спиричев В.Б и др. Оценка рибофлавинового статуса организма с помощью различных биохимических методов // Вопр. питания. - 1994. - Т. 63, № 6. - С. 9-12.

7. Коденцова В.М., Вржесинская О.А. Обогащение рациона полиненасыщенными жирными кислотами и пищевыми волокнами: влияние на витаминный статус // Вопр. диетологии. - 2012. - Т. 2, № 1. - С. 25-31.

8. Лушников Е.Ф., Абросимов А.Ю. Гибель клетки (апоптоз.). - М.: Медицина, 2001. - 192 с.

9. Руководство по методам анализа качества и безопасности пищевых продуктов. Под ред. И.М. Скурихина, В.А. Тутельяна. - М.: Брандес-Медицина, 1998. - 340 с.

10. Сибиряк С.В., Вахитов В.А., Курчатова Н.Н. Цитохром Р450 и иммунная система: факты, гипотезы, перспективы. - Уфа: ГИЛЕМ, 2003. -121 с.

11. Сибиряк С.В., Хайдуков С.В., Зурочка А.В. и др. Оценка апоптоза в иммунологических исследованиях. - Екатеринбург: ИИФ УрО РАН, 2008. - 59 с.

12. Трушина Э.Н., Мустафина О.К., Коденцова В.М. и др. Влияние пищевых волокон на клеточный иммунитет при полноценном питании и в условиях алиментарного полигиповитаминоза на модели у животных (крысы) // Вопр. питания. - 2013. - Т. 82, № 3. - С. 37-44.

13. Тутельян В.А., Байгарин Е.К., Погожева А.В. Пищевые волокна: гигиеническая характеристика и оценка эффективности. - М.: СвР-АРГУС, 2012. - 244 с.

14. Хайдуков С.В., Зурочка А.В. Вопросы современной проточной цитометрии, клиническое применение. - Челябинск: Бумажный двор, 2008. - С. 63-112.

15. Якушина Л.М., Бекетова Н.А., Харитончик Л.А., Бендер Е.Д. Использование методов ВЭЖХ для определения витаминов в биологических жидкостях и пищевых продуктах // Вопр. питания. - 1993. - № 1. - С. 43-47.

16. Adams J.M. Ways of dying: multiple pathways to apoptosis // Genes Dev. - 2003. - Vol. 17. - P. 2481-2495.

17. Agarwal M.K., Iqbal M., Athar M. Vitamin E inhibits hepatic oxidative stress, toxicity and hyperproliferation in rats treated with the renal carcinogen ferric nitrilotriacetate // Redox Rep. - 2005. - Vol. 10. - P. 62-70.

18. Aoyama M., Kotani J., Usami M. Butyrate and propionate induced activated or non-activated neutrophil apoptosis via HDAC inhibitor activity but without activating GPR-41/GPR-43 pathways // Nutrition. - 2010. - Vol. 26. - P. 653-661.

19. Brown G.C. Regulation of mitochondrial respiration by nitric oxide inhibition of cytochrome C oxidase // Biochim. Biophys. Acta. - 2001. - Vol. 1504. - P. 46-57.

20. Chiu H.J., Fischman D. A., Hammerling U. Vitamin A depletion causes oxidative stress, mitochondrial dysfunction, and PARP-1-dependent energy deprivation // FASEB J. - 2008. - Vol. 22. - P. 3878-3887.

21. Cipriani G., Rapizzi E., Vannacci A. et al. Nuclear poly(ADPribose) polymerase-1 rapidly triggers mitochondrial dysfunction // J. Biol. Chem. - 2005. - Vol. 280. - P. 17227- 17234.

22. Da Cunha S., Bastos J.C., Salles J.B. Cardiac alterations in furosemide-treated thiamine-deprived rats // J. Card. Fail. - 2007. - Vol. 13. - P. 774-783.

23. Darzynkiewicz Z., Bedner E., Smolewski P. Flow cytometry in analysis of cell cycle and apoptosis // Semin. Hematol. - 2001. - Vol. 38. - P. 179-193.

24. Dieterich S., Bieligk U., Beulich K. Gene expression of antioxidative enzymes in the human heart. Increased expression of catalase in the end-stage failing heart // Circulation. - 2000. - Vol. 101. - P. 33-39.

25. Fan X.P., Wang K., Liu Y., Wang J.F. Plasma alpha-tocopherol is negatively correlated with hepatocyte apoptosis in chronic hepatitis B patients // Intern. Med. - 2009. - Vol. 48. - P. 1585-1593.

26. Fossati S., Cipriani G., Moroni F., Chiarugi A. Neither energy collapse nor transcription underlie in vitro neurotoxicity of poly(ADP-ribose) polymerase hyper-activation // Neurochem. Int. - 2007. - Vol. 50. - P. 203-210.

27. Gibson G.E., Zhang H. Interactions of oxidative stress with thiamine homeostasis promote neurodegeneration // Neurochem. Int. - 2002. - Vol. 40. - P. 493-504.

28. Gioda C.R., Barreto T.O., Primola-Gomes T.N. Cardiac oxidative stress is involved in heart failure induced by thiamine deprivation in rats // AJP-Heart. - 2010. - Vol. 298. - P. H2039-H2045.

29. Hazell A.S., Butterworth R.F. Update of Cell Damage Mechanisms in Thiamine Deficiency: Focus on Oxidative Stress, Excitotoxicity and Inflammation // Alcohol Alcohol. - 2009. - Vol. 44. - P. 141-147.

30. Herceg Z., Wang Z.Q. Functions of poly(ADP-ribose) polymerase (PARP) in DNA repair, genomic integrity and cell death // Mutat. Res. - 2001. - Vol. 477. - P. 97-110.

31. Hildeman D., Mitchell Th., Kappler J., Marrack P.H. T cell apoptosis and reactive oxygen species // J. Clin. Invest. - 2003. - Vol. 111. - P. 575-581.

32. Howard A.C., McNeil A.K., McNeil P.L. Promotion on plasma membrane repair by vitamin E // Nat. Commun. - 2011. - Vol. 2. - P. 597-605.

33. Ito K., Nakazato T., Murakami A. et al. Induction of apoptosis in human myeloid leukemic cells by 1’-acetoxychavicol acetate through a mitochondrial- and Fas-mediated dual mechanism // Clin. Cancer Res. - 2004. - Vol. 10. - P. 2120-2130.

34. Kolaja K.L., Klaunig J.E. Vitamin E modulation of hepatic focal lesion growth in mice // Toxicol. Appl. Pharmacol. - 1997. - Vol. 143. - P. 380-387.

35. Kroemer G., Reed J. Mitochondrial control of cell death // Nat. Med. - 2000. - Vol. 6. - P. 513-519.

36. Kurita-Ochiai T., Ochiai K., Fukushima K. Butyric AcidInduced T-Cell Apoptosis Is Mediated by Caspase-8 and -9 Activation in a Fas-Independent Manner // Clin. Diagn. Lab. Immunol. - 2001. - Vol. 8. - P. 325-332.

37. Mandal M., Adam L., Kumar R. Redistribution of activated caspase-3 to the nucleus during butyric acid-induced apoptosis // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 1999. - Vol. 260. - P. 775-780.

38. McConkey D., Orrenius S. Signal transduction pathways in apoptosis // Stem Cells. - 1996. - Vol. 14. - P. 619-631.

39. Miwa M., Masutani M. PolyADP-ribosylation and cancer // Cancer Sci. - 2007. - Vol. 98. - P. 1528-1535.

40. Neish A.S. Microbes in gastrointestinal health and disease // Gastroenterology. - 2009. - Vol. 136. - P. 65-80.

41. O’Hara A.M., Shanahan F. The gut flora as a forgotten organ // EMBO Rep. - 2006. - Vol. 7. - P. 688-693.

42. Ramos M.G., Rabelo F.L.A., Duarte T. et al. Butyrate induces apoptosis in murine macrophages via caspase-3, but independent of autocrine synthesis of tumor necrosis factor and nitric oxide // Braz. J. Med. Biol. Res. - 2002. - Vol. 35. - P. 161-173.

43. Ruemmele F.M., Dionne S., Qureshi L. et al. Butyrate mediates Caco-2 cell apoptosis via up-regulation of pro-apoptotic BAK and inducing caspase-3 mediated cleavage of poly-(ADPribose) polymerase (PARP) // Cell Death Differ. - 1999. - Vol. 6. - P. 729-735.

44. Siavoshian S., Segain J.P., Kornprobst M. et al. Butyrate and trichostatin A effects on the proliferation/differentiation of human intestinal epithelial cells: induction of cyclin D3 and p21 expression // Gut. - 2000. - Vol. 46. - P. 507-514.

45. Tang Y., Chen Y., Jiang H., Nie D. Short-chain fatty acids induced autophagy serves as an adaptive strategy for retarding mitochondria-mediated apoptotic cell death // Cell Death Differ. - 2011. - Vol. 18. - P. 602-618.

46. Valko M., Rhodes C.J., Moncol J. Free radicals, metals and antioxidants in oxidative stress-induced cancer // Chem. Biol. Interact. - 2006. - Vol. 160. - P. 1-40.

47. Yu S. W., Wang H., Poitras M.F. et al. Mediation of poly(ADPribose) polymerase-1-dependent cell death by apoptosisinducing factor // Science. - 2002. - Vol. 297. - P. 259-263.