Влияние экстракта зеленого чая и его компонентов на антиоксидантный статус и активность ферментов метаболизма ксенобиотиков у крыс

РезюмеВключение в рацион крыс-самцов Вистар экстракта зеленого чая (ЭЗЧ) либо эпигаллокатехингаллата (ЭГКГ), кверцетина (Кв) и кофеина (Ко) в количествах, равных их содержанию в ЭЗЧ, приводило к возрастанию антиоксидантной активности плазмы крови и печени и повышению стабильности мембран микросом и лизосом. Антиоксидантная эффективность ЭГКГ и Кв были значительно выше, чем ЭЗЧ. Действие ЭГКГ и Кв на активность и экспрессию мРНК CYP1A1, CYP1A2, CYP3A1 существенно отличалось от такового ЭЗЧ. В то же время и ЭЗЧ, и Ко приводили к возрастанию активности CYP1A1, CYP1A2, UDP-глюкуронозилтрансферазы и глутатионтрансферазы, более выраженному у крыс, получавших Ко. Полученные результаты позволяют предположить, что именно Ко в составе ЭЗЧ вносит существенный вклад в действие ЭЗЧ на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков.

Ключевые слова:экстракт зеленого чая, эпигаллокатехингаллат, кверцетин, кофеин, антиоксидантный статус, ферменты метаболизма ксенобиотиков, микросомы, лизосомы

В последние годы экстракт зеленого чая (ЭЗЧ) и отдельные его компоненты широко используются в качестве биологически активных добавок к пище. Чай является одним из основных источников флавоноидов, преимущественно катехинов, в рационе человека [5, 11]. Среднее суммарное содержание катехинов в зеленом чае достигает 26-30% в расчете на сухой вес чайного листа, причем более половины из них (до 75%) приходится на долю эпигаллокатехингаллата (ЭГКГ). Зеленый чай является также одним из главных пищевых источников кверцетина (Кв) и кофеина (Ко). Кроме того, он содержит фенольные кислоты, витамины, каротиноиды, минеральные вещества (до 5%).

Полезные свойства зеленого чая известны давно, но научное обоснование они получили в последние 20-30 лет. В исследованиях in vitro, в экспериментах на животных и в ряде исследований, проведенных на добровольцах, установлено, что зеленый чай, ЭЗЧ и его компоненты (катехины и флавонолы) обладают выраженными антиоксидантными свойствами [11, 20, 29]. В основе их антиоксидантного действия лежат: 1) антирадикальная активность, наиболее высокая у ЭГКГ; 2) способность индуцировать активность и экспрессию генов антиоксидантных ферментов, возможно, за счет активации транскрипционного фактора Nrf2; 3) подавляющее действие на активность прооксидантных ферментов, например ксантиноксидазы; 4) защита других антиоксидантов - витаминов Е и С - от окисления.

Показано также, что настои зеленого чая, ЭЗЧ и его флавоноиды способны влиять на активность и экспрессию генов и белка ферментов метаболизма ксенобиотиков, обеспечивающих не только защиту клетки от чужеродных, в том числе канцерогенных, веществ, но и участвующих в метаболизме лекарственных средств и ряда эндогенных субстратов (стероидов, витамина D, жирных кислот и др.). В исследованиях на культурах клеток обнаружено, что ЭЗЧ и Кв могут действовать и как агонисты, и как антагонисты транскрипционного фактора AhR, контролирующего экспрессию генов цитохромов Р-450 семейства 1А и ряда ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков. В то же время ЭГКГ проявлял себя как строгий антагонист AhR [5, 7]. Полагают, что катехины чая и Кв обладают способностью активировать транскрипционный фактор Nrf2, регулирующий экспрессию генов многих ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков и антиоксидантной защиты, таких как глутатионтрансфераза, UDP-глюкуронозилтрансфераза, хинонредуктаза, гемоксигеназа-1, глутатионпероксидаза и др. [29, 31, 32]. Фактор Nrf2 и контролируемая им сеть ферментов рассматриваются как ключевые звенья системы клеточной защиты от стрессов, вызванных электрофильными соединениями и оксидантами.

Важно подчеркнуть, что в большинстве исследований, особенно in vitro, зеленый чай и его компоненты использованы в концентрациях и дозах, превышающих возможно достижимые при потреблении чая или БАД, содержащие ЭЗЧ или флавоноиды чая.

Целью настоящей работы явилось изучение влияния ЭЗЧ, ЭГКГ, Кв и Ко на антиоксидантный статус крыс, а также на активность и экспрессию генов некоторых ферментов метаболизма ксенобиотиков - цитохромов Р-450 CYP1A1 и 1A2, которым отводят основную роль в метаболизме и детоксикации чужеродных соединений, и CYP3A, который участвует в метаболизме более 60% лекарственных средств. ЭЗЧ использовали в дозе, близкой к количествам, поступающим в организм человека в составе чаесодержащих напитков [23], а дозы ЭГКГ, Кв и Ко соответствовали их количеству в составе ЭЗЧ.

Материал и методы

Исследования проводили на 5 группах крыс-самцов Вистар (по 8 животных в каждой) с исходной массой тела 177-185 г, содержавшихся на полусинтетическом рационе (1-4-я группы - опытные; 5-я - контрольная).

В работе использован ЭЗЧ производства "Nestle India Limited", ЭГКГ - "DSM" (Швейцария), Кв - "Sichuan Xieli Pharmaceutical Co. Ltd" и Ко - "Panreac" (Испания). Содержание ЭГКГ в использованном ЭЗЧ составляло 28%, суммарное содержание флавонолов, главным образом кверцетин-3-О-рутинозида, - 4,6%, а Ко - 10,5%.

Крысы 1-й опытной группы получали рацион с включением ЭЗК в количестве 375 мг/кг массы тела, 2-й группы - с включением ЭГКГ в количестве 105 мг/кг, что соответствует содержанию ЭГКГ в рационе крыс 1-й группы, 3-й группы - с включением Кв в количестве 17,3 мг/кг, что соответствовало содержанию Кв в рационе 1-й группы, 4-й группы - Ко в количестве 39 мг/кг, что соответствовало его содержанию в рационе 1-й группы. Длительность эксперимента - 2 нед.

Для оценки антиоксидантного статуса крыс определяли общую антиоксидантную активность (АОА) плазмы крови [8] и фракции цитозоля печени [4]. Для изучения влияния ЭЗЧ и его компонентов ex vivo на устойчивость микросом к индуцированному NADPH-Fe2+ ПОЛ использовали микросомы, выделенные из печени крыс контрольной и опытных групп [2]. Стабильность лизосомальной мембраны, отличающейся высокой чувствительностью к действию экзо- и эндогенных липидных гидропероксидов, оценивали по изменению неседиментируемой активности лизосомальных ферментов - β-глюкуронидазы и β-галактозидазы во фракции цитозоля печени [1].

В микросомах, выделенных из печени, определяли активность ферментов I фазы метаболизма ксенобиотиков - CYP1A1-зависимой этоксирезоруфиндеалкилазы (ЭРОД), CYP1A2-зависимой метоксирезоруфиндеалкилазы (МРОД) и CYP3A1 (CYP3A4 у человека)-зависимой 6β-тестостеронгидроксилазы (6β-ТГ), используя методы указанные в [3].

Оценку экспрессии мРНК CYP1A1, CYP1A2, CYP3A и AhR проводили методом полимеразной цепной реакции (ПЦР) с обратной транскрипцией (ОТ). Для выделения мРНК использовали TRI-реагент ("Sigma", США) согласно протоколу, рекомендуемому фирмой-производителем. Концентрацию тотальной РНК определяли, измеряя оптическую плотность при длине волны 260 нм. Для получения кДНК проводили реакцию ОТ с синтетическими гексануклеотидами. Для реакции использовали 4 мкг тотальной РНК. Реакцию проводили при 37 °С в течение 1 ч, выдерживали 10 с при 94 °С для инактивации фермента. Полученную кДНК использовали для ПЦР. В реакции ОТ в качестве контроля использовали воду вместо РНК. Реакцию ПЦР для всех изучаемых генов проводили по следующей схеме: денатурация при 94 °С в течение 1 мин; отжиг праймеров при 60 °С, 10 с (60 °С, 30 с для гена CYP1A2, 62 °С, 10 с - для гена CYP1A1); синтез продукта при 72 °С, 10 с; выдержка 3 мин после прохождения циклов при 72 °С. Количество циклов варьировало в пределах 22-30 (в зависимости от изучаемого гена). В качестве контроля использовали РНК вместо кДНК. В ОТ-ПЦР использовали следующие ферменты: обратную транскриптазу, M-MuLV и Taq-SE-ДНК-полимеразу ("Сибэнзим", Россия). Гексануклеотиды и праймеры были синтезированы фирмой "Литех" (Россия). Реакцию ОТ и реакции амплификации проводили на приборе "Терцик" (Россия). Последовательности используемых праймеров и размеры образующихся амплифицированных фрагментов указана в табл. 1.

Таблица 1. Используемые праймеры и размеры образующихся амплифицированных фрагментов

Продукты ОТ-ПЦР разделяли стандартным электрофоретическим методом при напряжении 180 В в 2,5% агарозном геле; электрофореграммы денсиметрировали. При анализе гелей использовали программу Quantity One, версия 4.5.

Кроме того, в микросомах печени определяли активность гемоксигеназы-1 (ГО-1) и UDP-глюкуронозилтрансферазы (UDP-ГТ) с п-нитрофенолом в качестве субстрата, а в цитозоле выявляли активность глутатионтрансферазы c 1-хлор-2,4-динитробензолом в качестве субстрата [3] - ферментов, выполняющих функции как антиоксидантных ферментов, так и ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков.

Учитывая роль, которую отводят фактору Nrf2 и ГО-1 в обеспечении защитных функций клетки, оценивали экспрессию белков ГО и Nrf2 с помощью метода Вестерн-блоттинга, используя кроличьи поликлональные антитела к ГО и Nrf2, а также конъюгированные с пероксидазой хрена антитела к кроличьим IgG ("Santa Cruz Biotechnology"). Интенсивность хемилюминесценции определяли с использованием системы для гельдокументирования ChemiDoc XRS (BioRad).

Для оценки достоверности различий использовали t-критерий Стьюдента.

Рис. 1. Влияние экстракта зеленого чая (1), эпигаллокатехингаллата (2), кверцетина (3) и кофеина (4) на антиоксидантную активность плазмы крови и печени крыс

Здесь и на рис. 2-4: К - контроль.

Результаты и обсуждение

Результаты изучения влияния ЭЗЧ и его компонентов на показатели антиоксидантного статуса продемонстрировали, что они вызывают умеренное, статистически достоверное возрастание АОА плазмы крови: ЭЗЧ - на 15%, ЭГКГ - на 13%, Кв - на 30% (рис. 1). В печени (фракция цитозоля) крыс, получавших ЭЗЧ, АОА не отличалась от контрольного уровня, возрастала при включении в рацион ЭГКГ на 12% и была значительно выше контроля у крыс, получавших Кв (на 45%) и Ко (на 32%).

Изучение антиоксидантных свойств ЭЗЧ и его компонентов ex vivo подтвердило их антиоксидантную эффективность, что проявлялось в усилении резистентности мембран микросом к индуцированному NADPH-Fe2+ ПОЛ и уменьшению образования МДА в микросомах, выделенных из печени крыс, получавших ЭЗЧ, ЭГКГ, Кв и Ко, соответственно, на 49, 41, 53 и 18% (табл. 2).

Неседиментируемая активность ферментов лизосом, характеризующая стабильность лизосомальной мембраны и выход ферментов в цитозоль, у крыс, получавших ЭЗЧ или Ко, не отличалась от контрольного уровня. В то же время ЭГКГ и Кв повышали стабильность лизосомальной мембраны, о чем свидетельствует существенное снижение неседиментируемой активности β-глюкуронидазы соответственно на 26 и 24%, β-галактозидазы - на 25 и 23% (рис. 2).

Как видно из данных, представленных на рис. 3, включение ЭЗЧ в рацион крыс приводило к умеренно выраженной тенденции к возрастанию активности ЭРОД и МРОД соответственно на 26 и 56%, но не влияло на активность 6β-ТГ. В то же время у крыс, получавших ЭГКГ (в отличие от крыс, получавших ЭЗЧ), обнаружены достоверное подавление активности МРОД (на 55%) и некоторое возрастание активности 6β-ТГ (на 25%). Снижение активности МРОД на 27% наблюдали и у крыс, получавших рацион с Кв. Значительное и статистически достоверное возрастание активности ЭРОД (на 57%), МРОД (на 108%) и 6β-ТГ (на 25%) обнаружено у животных 4-й опытной группы, получавших Ко, которое по направленности соответствует изменениям активности этих ферментов у крыс 1-й опытной группы, получавших ЭЗЧ.

Результаты оценки экспрессии генов CYP1A1, CYP1A2, CYP3A1 и траскрипционного фактора AhR (рис. 4) свидетельствуют об отсутствии существенного влияния ЭЗЧ на экспрессию мРНК изученных цитохромов, умеренном усилении экспрессии мРНК CYP1A1 и мРНК CYP1A2 при включении в рацион Кв (соответственно на 43 и 47%) или Ко (на 64 и 28%) и отсутствии значительного влияния изученных веществ на экспрессию гена CYP3A1. Исключение составляло статистически достоверное снижение экспрессии мРНК CYP3A1 (на 33%) в печени крыс, получавших ЭГКГ. Слабовыраженные изменения экспрессии мРНК AhR у крыс, получавших ЭГКГ (возрастание на 26%) или Ко (+20%), сочетались с умеренной экспрессией мРНК CYP1A1.

Рис. 2. Влияние экстракта зеленого чая (1), эпигаллокатехингаллата (2), кверцетина (3) и кофеина (4) на неседиментируемую активность ферментов лизосом печени крыс

Рис. 3. Влияние экстракта зеленого чая (1), эпигаллокатехингаллата (2), кверцетина (3) на активность ЭРОД (1), МРОД (2) и 6β-ТГ (3) в печени крыс

Рис. 4. Влияние экстракта зеленого чая (1), эпигаллокатехингаллата (2), кверцетина (3) и кофеина (4) на экспрессию генов CYP1А1 (1), CYP1А2 (2), CYP3А1 (3) и AhR (4) в печени крыс

Таблица 2. Влияние экстракта зеленого чая, эпигаллокатехингаллата, кверцетина и кофеина ex vivo на индуцированное NADPH-Fe2+ ПОЛ микросом печени крыс

Активность ключевых ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков - UDP-ГТ и глутатионтрансферазы проявляла тенденцию к возрастанию у крыс всех опытных групп, в наибольшей степени - 4-й группы, получавших Ко (соответственно на 24 и на 22%, табл. 3). Тенденция к повышению активности ГО-1 наблюдалась у крыс, получавших рационы с Кв или Ко, однако результаты изучения экспрессии белка ГО-1 и Nrf2, фактора транскрипции, контролирующего экспрессию гена ГО-1, не обнаружили каких-либо существенных различий между показателями в контрольной и опытных группах (табл. 4).

Таблица 3. Активность ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков в печени крыс, получавших в течение 2 нед рацион с включением экстракта зеленого чая, эпигаллокатехингаллата, кверцетина и кофеина

Таблица 4. Экспрессия белков Nrf2 и ГО-1 (в отн. ед.) в печени крыс, получавших в течение 2 нед рацион с включением экстракта зеленого чая, эпигаллокатехингаллата, кверцетина и кофеина

Таким образом, полученные результаты показали, что в количествах, близких к потребляемым человеком с пищей, ЭЗЧ и его основные компоненты - ЭГКГ, Кв и Ко - оказывают умеренно выраженное влияние на антиоксидантный статус крыс, что проявлялось в возрастании АОА плазмы крови и печени, стабилизации мембран микросом (возрастании резистентности к ПОЛ) и лизосом. При этом ЭГКГ, Кв и Ко в виде монокомпонентов проявляют более высокую антиоксидантную активность, чем ЭЗЧ.

Как уже отмечалось, антиоксидантные свойства ЭЗЧ и его основных компонентов - катехинов, флавонолов (кверцетина), показаны в многочисленных исследованиях in vitro, в экспериментах на животных и в исследованиях на добровольцах. Так, возрастание АОА печени и плазмы крови обнаруживали у крыс, получавших ЭЗЧ с питьевой водой (3 г/л), и у крыс, получавших рацион, содержащий 0,4% кверцетин-3-О-рутинозида [6, 25]. В ряде исследований на добровольцах потребление зеленого чая, ЭЗЧ или катехинов зеленого чая приводило к повышению АОА плазмы крови, что коррелировало с возрастанием концентрации катехинов в крови [23]. Результаты настоящей работы согласуются с данными других авторов, выявивших определенные различия в антиоксидантной эффективности катехинов в составе зеленого чая или в виде их смеси [17]. При этом более высокая эффективность смеси (увеличение АОА плазмы крови) коррелировала с более высокой биодоступностью катехинов из смеси, чем из чая.

Интерес представляют сообщения о способности катехинов и Кв защищать от окисления и повышать уровень главного жирорастворимого антиоксидантна организма α-токоферола в плазме крови и печени [16, 29]. Эти данные позволяют рассматривать влияние флавоноидов на уровень α-токоферола в качестве одного из механизмов обнаруженного нами усиления резистентности микросомальных и лизосомальных мембран к действию ПОЛ у крыс, получавших ЭГКГ и Кв.

Особо следует отметить установленную нами антиоксидантную активность у Ко, что подтверждает имеющиеся в литературе единичные сведения о его антиоксидантных свойствах [14, 28].

Данные литературы о влиянии ЭЗЧ и его компонентов на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков носят неоднозначный характер, что связано, по-видимому, с различиями компонентного состава чая и использованных экспериментальных моделей, доз и сроков наблюдения [5, 19].

В ряде исследований у крыс, получавших ЭЗЧ или настой зеленого чая как источник питьевой воды, обнаруживали избирательное возрастание активности и экспрессии белка МРОД (CYP1A2), в меньшей степени - ЭРОД (CYP1A1), но не выявляли изменений активности CYP 3А4 [19, 26, 29]. Близкие результаты отмечены и нами: у крыс, получавших рацион с включением ЭЗЧ, активность (но не экспрессия мРНК) МРОД возрастала на 56%, активность ЭРОД - на 26%, а активность 6β-ТГ (CYP3A1) не отличалась от таковой в контроле.

Как правило, большинство свойств ЭЗЧ связывают с содержащимися в нем катехинами, и в первую очередь с ЭГКГ. Однако согласно полученным в данной работе результатам, ЭГКГ (в отличие от ЭЗЧ) в количестве, равном его содержанию в экстракте, не оказывал влияния на активность ЭРОД, но снижал более чем в 2 раза активность МРОД при отсутствии достоверных изменений экспрессии мРНК CYP1А2 и AhR. Установленное подавление активности МРОД с большой долей вероятности может быть результатом прямого воздействия ЭГКГ на ферментный белок, как это показано для других полифенолов [18]. В пользу этого предположения свидетельствуют данные о прямом подавляющем влиянии ЭГКГ на активность монооксигеназ в выделенных микросомах печени [27].

Существенные различия в действии ЭЗЧ и ЭГКГ наблюдали и in vitro. Так, на культурах клеток линий HepG2 и CAL27 показано, что ЭЗЧ индуцирует экспрессию мРНК и белка CYP1А1 и CYP1А2, в то время как ЭГКГ в концентрации, равной его содержанию в ЭЗЧ, не проявлял какую-либо активность [30].

Наряду с катехинами чай является одним из основных источников Кв в рационе питания человека. В исследованиях in vitro в концентрациях, значительно превышающих концентрации, реально достижимые in vivo, он проявлял свойства как агониста, так и антагониста AhR - в зависимости от линии клеток. В наших исследованиях Кв в использованной дозе (соответствующей его концентрации в рационе 0,02%) слабо влиял на активность ЭРОД и экспрессию мРНК CYP1А1, но, как и ЭГКГ, подавлял активность МРОД при одновременном умеренном возрастании экспрессии мРНК CYP1А2. Включение в корм крыс Кв в количестве 0,3, или 1% (что многократно превышает использованную в нашей работе концентрацию), не вызывало изменения общего содержания цитохрома Р-450 в печени, активности ЭРОД и ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков [9, 10]. Небольшое снижение активности CYP1A2 обнаруживали у добровольцев, получавших кверцетин в количестве 500 мг в течение 13 дней [13].

Ко, широко используемый в составе фармакологических препаратов, становится предметом изучения в качестве биологически активного компонента пищи, обладающего определенными физиологическими функциями. Некоторые авторы связывают биологические эффекты чая в первую очередь с содержащимся в нем Ко. Так, у крыс, получавших настой зеленого чая вместо питьевой воды или Ко, существенно возрастала активность 7-этоксикумариндеэтилазы (CYP1А1), кофеин-Nдеметилазы (CYP1А2) и UDP-глюкуронозилтрансферазы, в то время как катехины чая не оказывали какого-либо влияния на активность цитохромов [22]. По данным [12], возрастание активности МРОД (CYP1А2) в печени крыс, потребляющих зеленый чай, коррелировало с увеличением уровня Ко в плазме крови и не было связано с уровнем полифенолов. Высокую активность CYP1А2 выявляли у любителей кофе [15].

В связи с этим отметим обнаруженное нами возрастание активности ЭРОД, МРОД и ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков (UDP-ГТ и глутатионтрансферазы) у крыс, получавших рацион с включением Ко, которое по характеру направленности изменений (но выраженное в значительно большей степени) совпадает с направленностью изменений активности этих ферментов у крыс, получавших ЭЗЧ (см. рис. 3, табл. 3). При этом наиболее выраженной (более чем в 2 раза) была индукция активности CYP1А2 (МРОД), который является основным ферментом, метаболизирующим Ко. Возрастание экспрессии мРНК CYP1А1 и CYP1А2 позволяет предположить, что увеличение активности ЭРОД, МРОД и UDP-ГТ связано с воздействием (активацией) Ко на AhR.

Принимая во внимание низкую биодоступность полифенолов и обнаруженную нами и другими авторами однонаправленность изменений активности ферментов, вызываемых ЭЗЧ и Ко, можно предположить, что Ко в составе ЭЗЧ вносит существенный вклад в действие ЭЗЧ на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков.

Обнаруженные отличия в действии отдельных компонентов ЭЗЧ от действия самого ЭЗЧ на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков и антиоксидантный статус крыс могут быть связаны с различиями в их биодоступности, конкурентными взаимоотношениями за общие пути всасывания и метаболизма при поступлении их в составе ЭЗЧ [5, 17, 21, 24].

На основании полученных данных можно заключить, что при обосновании адекватных или допустимых уровней биологически активных соединений, используемых в качестве БАД к пище или включаемых в состав функциональных продуктов, необходимо учитывать, что их активность в "чистом" виде может значительно отличаться от таковой в комплексе с другими биологически активными соединениями.

Литература

1. Дингл Дж. Лизосомы. Методы исследования. - М.: Мир, 1980. - 342 с.

2. Кравченко Л.В., Морозов С.В., Тутельян В.А. // Бюл. экспер. биол. - 2003. - № 12. - С. 648-652.

3. Кравченко Л.В., Трусов Н.В., Ускова М.А. и др. // Токсикол. вестн. - 2009. - № 1. - С. 12-18.

4. Теселкин Ю.О., Бабенкова И.В., Любицкий О.Б. и др. // Вопр. мед. химии. - 1997. - № 2. - С. 87-93.

5. Тутельян В.А., Лашнева Н.В. // Вопр. питания. - 2009. - № 4. - С. 4-20.

6. Ускова М.А., Кравченко Л.В., Авреньева Л.И. и др. // Бюл. экспер. биол. - 2010. - № 5. - С. 510-515.

7. Beltz L.A., Bayer D.K., Moss A.L. et al. // Anticancer Agents Med. Chem. - 2006. - Vol. 6. - P. 389-406.

8. Benzie I.F.F., Strain J.J. // Anal. Biochem. - 1996. - Vol. 239. - P. 7 0 - 7 6 .

9. Brouard C., Siess M.H., Vernevaut M.F. et al. // Food Chem. Toxicol. - 1988. - Vol. 26. - P. 99-103.

10. Canivenc-Lavier M.C., Vernevaut M.F., Totis M.F. et al. // Toxicology. - 1996. - Vol. 114. - P. 19-27.

11. Chacko S.M., Thambi P.T., Kuttan R. et al. // Chin. Med. - 2010. - Vol. 5. - P. 13.

12. Chen L., Bondoc F.Y., Lee M.J. et al. // Drug Metab. Dispos. - 1996. - Vol. 24. - P. 529-533.

13. Chen Y., Xiao P., Ou-Yang D.S. et al. // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. - 2009. - Vol. 36. - P. 828-833.

14. Devasagayam T.P., Kamat J.P., Mohan H. et al. // Biochem. Biophys. Acta. - 1996. - Vol. 1282. - P. 63-70.

15. Djordjevic N., Ghotbi R., Jankovic S. et al. // Eur. J. Clin. Pharmacol. - 2010. - Vol. 66. - P. 697-703.

16. Frank J., Budek A., Lundh T. et al. // J. Lipid Res. - 2006. - Vol. 47. - P. 2718-2725.

17. Henning S.M., Niu Y., Lee N.H. et al. // Am. J. Clin. Nutr. - 2004. - Vol. 80. - P. 1558-1564.

18. Kundu J.K., Surh Y.-J. // Cancer Lett. - 2008 - Vol. 269. - P. 24 3 - 2 6 1.

19. Maliakal P.P., Coville P.F., Wanwimolruk S. // J. Pharm. Pharmacol. - 2001. - Vol. 53. - P. 569-577.

20. Matthews C.V. // Baylor Univ. Med. Cent. Proc. - 2010. - Vol. 23. - P. 142-144.

21. Nakagawa K., Nakayama K., Nakamura M. et al. // Biosci. Biotechnol. Biochem. - 2009. - Vol. 73. - P. 2014-2017.

22. Nikaidou S., Ishizuka M., Maeda Y. et al. // Jpn. J. Vet. Res. - 2005. - Vol. 52. - P. 185-192.

23. Rietveld A., Wiseman S. // J. Nutr. - 2003. - Vol. 133. - P. 3285S-3292S.

24. Silberberg M., Morand C., Manach C. et al. // Life Sci. - 2005. - Vol. 77. - P. 3156-3167. 25. Skrzydlewska E., Ostrowska J., Farbiszewski R. et al. // Phytomedicine. - 2002. - Vol. 9. - P. 232-238.

26. Sohn O.S., Surace A., Fiala E.S. et al. // Xenobiotica. - 1994. - Vol. 24. - P. 119-127.

27. Wang Z.Y., Das M., Bickers D.R. et al. // Drug Metab. Dispos. - 1988. - Vol. 16. - P. 98-103.

28. Varma S.D., Hegde K.R., Kovtun S. // Mol. Vis. - 2010. - Vol. 16. - P. 501-505.

29. Yang C.S., Lambert J.D., Sang S. // Arch. Toxicol. - 2009. - Vol. 83. - P. 11-23.

30. Yang S.P., Raner G.M. // Toxicol. Appl. Pharmacol. - 2005. - Vol. 202. - P. 140-150.

31. Yao P., Nussler A., Liu L. et al. // J. Hepatol. - 2007. - Vol. 47. - P. 2 5 3 - 2 6 1.

32. Zhang Z.M., Yang X.Y., Yuan J.H. et al. // Chin. Med. J. - 2009. - Vol. 122. - P. 1660-1665.