Effect of essential lipophilic nutrients on free radical processes in liver mitochondrial fraction of the tumor-bearing rats

Abstract

Oxidative stress is a universal mechanism of cellular damage of hepatocytes, leading to a decrease in the detoxification function of the liver, which is especially important during oncogenesis. An early correction of these mechanisms by lipophilic essential nutrients could increase the effectiveness of antitumor treatment and prevent the development and progress of cancer.

Aim to study the effect of separate and combined use of ω-3 PUFA and vitamin D3 on the intensity offree radical processes, mitochondrial swelling and cytochrome c content in the liver mitochondrial fraction of the tumor-bearing rats during the intensive growth of the tumor has been studied.

Material and methods. Studies were carried out on white outbred female rats weighing 130-150g, which were divided into 5groups (each n=12). Guerin’s carcinoma was used as a model of malignant neoplasm. Carcinoma transplantation was carried out by subcutaneous injection of 0.5 ml of a 30% suspension of cancer cells into saline in the upper thigh region of the right limb. ω-3 PUFAs (120 mg/kg of body weight, per os) and vitamin D3 (600 IU/kg of body weight, per os) were pre-administered for 28 days before the transplantation of Guerin’s carcinoma and after transplantation for the entire period of tumor growth in the body (14 days). Liver mitochondrial fraction was isolated by differential centrifugation. The intensity of lipid peroxidation was judged by using spectrophotometry by the content of primary, secondary, and tertiary products in isopropanol extracts. The rate of formation of the superoxide radical was recorded in a test with nitro-blue tet-razolium, the swelling of mitochondria was assessed by a decrease in the optical density of isolated mitochondria, the content of cytochrome c in the mitochondrial and cytosolic fractions was determined by multi-wavelength visible light spectroscopy.

Results and discussion. An increase in the content of primary (diene and triene conjugates), secondary (ketodienes; conjugated trienes; TBA-active products) and terminal (Schiff bases) lipid peroxidation products with a simultaneous increase in the generation of superoxide anion-radical was found in the liver mitochondrial fraction of the tumorbearing rats. With the administration of ω-3 PUFA and vitamin D3, both separately and especially when used together, a decrease in the intensity of free radical processes in liver mitochondrial fraction of tumor-bearing rats has been observed. At the same time, mitochondrial swelling decreased, this prevented the release of cytochrome c from mitochondria into cytosol.

Conclusion. The administration of the complex ω-3 PUFA and vitamin D3 reduces the processes of lipid peroxidation in the mitochondrial fraction of the liver of tumor-bearing rats while simultaneously restoring the functional ability of mitochondria.

Keywords:lipid peroxidation, superoxide anion-radical, cytochrome с, polyunsaturated fatty acids, mitochondrial fraction, Guerin’s carcinoma, liver, rats

For citation: Ketsa O.V., Marchenko M.M. Effect of essential lipophilic nutrients on free radical processes in liver mitochondrial fraction of the tumorbearing rats. Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2019; 88 (2): 32-9. doi: 10.24411/0042-8833-2019-10015. (in Russian)

Cвободнорадикальные реакции перекисного окисления липидов (ПОЛ) протекают в основном в биомембранах всех клеток живых организмов и представляют собой каскад окислительных реакций деградации ненасыщенных жирных кислот, входящих в состав фосфолипидов мембран [1]. В физиологических условиях ПОЛ протекает на достаточно низком уровне и жизненно важен в регуляции проницаемости и транспорта веществ через мембраны [2]. В условиях патологических состояний, в частности онкогенеза, запускается каскад боднорадикальных реакций окисления жирных кислот, в результате чего образуются гидроперекиси (диеновые конъюгаты, ДК), метаболизирующиеся в дальнейшем во вторичные - кетодиены (КД), сопряженные триены (СТ), малоновый диальдегид (МДА) - и третичные (шиффовы основания) продукты ПОЛ [3].

Основными клеточными генераторами активных форм кислорода являются митохондрии, в которых сосредоточено большое количество редокс-переносчиков и центров, потенциально способных к одноэлектронному восстановлению кислорода с образованием супероксидного радикала [4]. Активация ПОЛ в этих органеллах может привести к повреждению митохондриальных мембран, изменению их проницаемости, выходу цитохрома с в цитозоль, угнетению функциональной активности митохондрий и нарушению жизненных функций клеток [5].

На интенсивность ПОЛ в значительной мере влияют липофильные эссенциальные нутриенты, которые являются компонентами фосфолипидов мембран и принимают участие в генной трансдукции. В частности, ω-3 полиненасыщенные жирные кислоты (ПНЖК), встраиваясь в мембраны органелл, могут проявлять выраженный антиоксидантный эффект [6]. Другой липофильный нутриент, противоопухолевое действие которого широко изучается, - витамин D3. Он способен оказывать иммуномодулирующее и противовоспалительное действие, активировать дифференцировку и ингибировать клеточную пролиферацию [7, 8]. Кроме известных молекулярных механизмов противоопухолевого действия ω-3 ПНЖК и витамина D3, открытыми остаются вопросы влияния этих липофильных нутриентов на состояние свободнорадикальных процессов в митохондриях клеток печени организма, в котором развивается злокачественное новообразование.

Цель работы - выяснение роли раздельного и комбинированного применения ω-3 ПНЖК и витамина D3 (холекальциферола) в регуляции свободнорадикального окисления липидов и содержания цитохрома с в митохондриальной фракции печени крыс с трансплантированной карциномой Герена.

Материал и методы

Исследования проводили на белых беспородных крысах-самках массой тела 130-150 г. Эксперименты на животных проводили в соответствии с Международными требованиями о гуманном отношении к животным и выполнением требований Директивы 86/609/ЕС по вопросу защиты животных. Все животные получали полусинтетический рацион, составленный на основе диеты AIN-93 [9]. Как модель злокачественного новообразования использовали карциному Герена. Трансплантацию карциномы осуществляли путем подкожного введения в участок бедра 0,5 мл 30% суспензии раковых клеток в физиологическом растворе. Животные были разделены на следующие группы (в каждой по 12 особей): 1-я - контроль (интактные животные); 2-я - крысы с трансплантированной карциномой Герена; 3-я - крысы-опухоленосители, которым до и после трансплантации карциномы Герена вводили ω-3 ПНЖК (120 мг на 1 кг массы тела, per os) в форме коммерческого препарата "Витрум Кардио Омега-3" (Unipharm, Inc., США); 4-я - крысы-опухоленосители, которым до и после трансплантации карциномы Герена вводили витамин D3 per os в виде масляной суспензии (600 МЕ на 1 кг массы тела); 5-я - крысы-опухоленосители, получавшие ω-3 ПНЖК в комплексе с витамином D3 в указанных дозах.

Спектр ω-3 ПНЖК в препарате анализировали методом газовой хроматографии на хроматографе "HRGC 5300" (Carlo Erba Instruments, Италия). Для идентификации индивидуальных жирных кислот использовали стандартные препараты (Sigma-Aldrich, США). В составе используемого препарата в значительных количествах присутствовали эйкозапентаеновая и докозагексаено-вая кислоты (см. таблицу).

Животные получали ω-3 ПНЖК и витамин D3 предварительно в течение 28 сут до трансплантации карциномы Герена и после трансплантации в течение всего периода роста опухоли в организме.

Декапитацию животных проводили под легким эфирным наркозом на 14-е сутки после трансплантации карциномы Герена, что для опухоленосителей соответствует логарифмической стадии роста данной опухоли.

Митохондриальную фракцию печени выделяли методом дифференциального центрифугирования [10]. Об интенсивности процессов ПОЛ судили по содержанию первичных, вторичных и третичных продуктов в изопропанольных экстрактах. Уровень первичных молекулярных продуктов липопероксидации (гидроперекисей) регистрировали в ультрафиолетовом спектре: моногидроперекисей (ДК) при длине волны 232 нм, дигидроперекисей (триеновых конъюгатов, ТК) при длине волны 268 нм. Содержание ДК выражали в мкмоль на 1 мг белка, используя коэффициент молярной экстинкции 2,2х105 М-1хсм-1 [11]. Величина оптической плотности при длине волны 278 нм отражала содержание вторичных продуктов ПОЛ (КД + СТ); при длине волны

Спектр ω-3 полиненасыщенных жирных кислот в используемом препарате 400 нм - конечных продуктов ПОЛ (шиффовых оснований) [12, 13]. Дополнительно определяли уровень продуктов, реагирующих с тиобарбитуровой кислотой (ТБК-активных продуктов) по методу [14].

Скорость образования супероксидного радикала регистрировали в тесте с нитросиним тетразолием [15] и выражали в нмоль/мин на 1 мг белка. Содержание белка в пробах определяли по методу Лоури [16]. Набухание митохондрий оценивали по снижению оптической плотности изолированных митохондрий с одновременной регистрацией при длине волны 520 нм [17]. Содержание цитохрома с в митохондриальной и цитозольной фракциях определяли по методике [18].

Полученные данные обрабатывали с использованием критерия Стьюдента. Различия считали достоверными при р<0,05.

Результаты и обсуждение

Активация ПОЛ в организме является результатом воздействия на живую систему различных экстремальных факторов. В физиологических условиях постоянно наблюдаются процессы ПОЛ, которые находятся в биологическом равновесии с функционированием антиоксидантной системы [19]. Однако процесс онкогенеза сопровождается дисбалансом между активностью ПОЛ и состоянием антиоксидантной системы как в самой опухоли, так и в отдаленных органах, в частности печени.



Результаты исследований интенсивности процессов ПОЛ в митохондриальной фракции печени крыс с трансплантированной карциномой Герена показали повышение интенсивности процессов свободнорадикального окисления липидов, поскольку повысилась концентрация первичных продуктов ПОЛ - ДК (рис. 1А) и ТК (рис. 1Б). Повышение уровня ДК и ТК служит предпосылкой для образования вторичных продуктов ПОЛ, поскольку гидроперекиси относятся к нестойким соединениям и быстро преобразуются в стабильные вторичные продукты - КД + СТ и ТБК-активные продукты, уровни которых в 2,9 раза (рис. 2А) и 1,8 раза (рис. 2Б) соответственно превысили значения контроля. Не столь значительное повышение уровня ТБК-активных продуктов в сравнении с КД + СТ, вероятно, связано с их способностью взаимодействовать с митохондриальными белками с образованием конечных продуктов ПОЛ - шиффовых оснований, уровень которых в 2,6 раза превысил показатели контроля (рис. 3).

Интенсификация процессов ПОЛ в митохондриальной фракции связана с нарушением работы электронтранспортной цепи, поскольку повысилась генерация супероксидного радикала митохондриями печени крыс в условиях онкогенеза (рис. 4).

Коррекция установленного дисбаланса свободнорадикальных процессов в митохондриальной фракции возможна за счет экзогенных антиоксидантов или за счет повышения стойкости мембран путем изменения их жирнокислотного состава. Введение ω-3 ПНЖК в качестве липофильных нутриентов может способствовать восстановлению митохондриальных мембран.

Анализ экспериментальных данных показал, что введение ω-3 ПНЖК привело к снижению уровня ДК и ТК (см. рис. 1) в митохондриальной фракции печени крыс-опухоленосителей в сравнении с опухоленосителями,не получавшими исследуемые нутриенты. Одновременно снизилось содержание вторичных (см. рис. 2) и конечных (см. рис. 3) продуктов ПОЛ, однако исследуемые показатели не приблизились к показателям контроля. Вероятно, предварительное введение ω-3 ПНЖК приводит к стабилизации митохондриальных мембран печени в результате их инкорпорации в фосфолипидный состав еще до трансплантации опухоли. Послетрансплантационное использование ω-3 ПНЖК может целенаправленно действовать на опухолевую ткань, проявляя тем самым противоопухолевый эффект [19]. Наряду с мембранопротекторными свойствами ω-3 ПНЖК проявляют антиоксидантный эффект, поскольку снижалась скорость образования супероксидного радикала митохондриальной электрон-транспортной цепью (см. рис. 4).

Для повышения мембранопротекторного действия ω-3 ПНЖК был использован еще один липофильный нутриент - витамин D3, который принимает участие в регуляции жизненного цикла опухолевых клеток, снижает пролиферацию и метастазирование, усиливает апоптическую гибель трансформированных клеток [20].

Установлено, что моновведение витамина D3 незначительно снижает концентрацию первичных (см. рис. 1), вторичных (см. рис. 2) и конечных (см. рис. 3) продуктов липопероксидации в митохондриальной фракции крыс-опухоленосителей. Незначительное влияние витамина D3 на процессы ПОЛ в митохондриях печени крыс-опухоленосителей может быть обусловлено тем, что он не входит в состав биологических мембран, а антиканцерогенный эффект проявляет через гормонально активную форму - 1,25(OH)2D3 [21].

Комбинированное введение ω-3 ПНЖК и витамина D3 существенно влияет на интенсивность процессов ПОЛ, о чем свидетельствует снижение уровней первичных (см. рис. 1), вторичных (см. рис. 2) и конечных (см. рис. 3) продуктов липопероксидации в митохондриальной фракции печени крыс-опухоленосителей по сравнению с показателями животных-опухоленосителей, не получавших комплекс исследуемых липофильных нутриентов. Механизм стабилизирующего действия ω-3 ПНЖК на митохондриальные мембраны печени может заключаться в их способности встраиваться в фосфолипиды и заменять в их составе ω-6 ПНЖК, которые более чувствительны к окислительным процессам. В то же время синтезированный в организме 1,25(OH)2D3 способствует снижению экспрессии индуцибельной формы NO-синтазы и, как следствие, ингибирует образование пероксинитрита (ONOO-), монооксида (NO-) и диоксида (NO2-) азота в клетках. С другой стороны, витамин D3 стимулирует экспрессию клеточной γ-гпутамилтранс-пептидазы и активирует глутатионовое звено системы антиоксидантной защиты [22].

В результате такого стабилизирующего совместного действия ω-3 ПНЖК и витамина D3 на митохондриальные мембраны печени крыс снизилась скорость образования супероксидного радикала (см. рис. 4) как инициирующей точки ПОЛ по сравнению с опухоленосителями, которые не получали данные липофильные нутриенты.

Итак, раздельное и, особенно, комбинированное введение ω-3 ПНЖК и витамина D3 сопровождается снижением интенсивности свободнорадикальных процессов в митохондриальной фракции печени в сравнении с показателями крыс-опухоленосителей, не получавших исследуемые липофильные нутриенты.

Следующим этапом работы было установление особенностей набухания митохондрий как одного из следствий процесса ПОЛ в условиях онкогенеза.

Результаты исследований показали, что в группе крыс-опухоленосителей наблюдалось повышение интенсивности процесса набухания митохондрий по сравнению с показателями интактных животных (рис. 5). Установленный факт может быть следствием изменения проницаемости внутренней мембраны митохондрий в результате токсического действия свободных радикалов и деполяризации мембран митохондрий. Еще одной причиной набухания митохондрий может быть индукция митохондриальных пор, играющих ключевую роль в клеточных нарушениях в условиях окислительного стресса при онкологических заболеваниях. Именно усиленное свободнорадикальное окисление митохондриальных белков и липидов инициирует открытие пор в митохондриальной мембране. Увеличение проницаемости внутренней мембраны как для катионов, так и для анионов приводит к поступлению воды в матрикс митохондрий и вызывает их набухание [23, 24]. Поскольку внутренняя мембрана митохондрий по площади больше, чем внешняя, то последняя разрывается, вследствие чего наблюдается выход цитохрома с в цитозоль, о чем свидетельствует тот факт, что его уровень в митохондриальной фракции снизился в 3,3 раза в сравнении с контролем (рис. 6А). При этом наблюдалось повышение содержания цитохрома с в 3,4 раза в цитозоле по сравнению с показателями интактных животных (рис. 6Б).

Повышение уровня цитохрома с в цитозоле может инициировать митохондриальный путь апоптической гибели клеток печени в условиях онкогенеза. Так, исследуемый протеин участвует в переходе прокаспазы 9 в активную форму, после чего каспаза 9 инициирует расщепление прокаспазы 3 в каспазу 3, которая в свою очередь активирует прокаспазу 6 в каспазу, что приводит к апоптозу [25]. Снижение же уровня цитохрома с в митохондриях скажется на их способности к фосфорилированию с нарушением сопряженности процессов окислительного фосфорилирования и дыхания. В таких митохондриях значительно снижается степень этерификации неорганического фосфата [26]. Все эти изменения можно объяснить влиянием продуктов опухолевого метаболизма на цитохромную систему митохондрий печени животных-опухоленосителей.

Введение ω-3 ПНЖК и витамина D3 как в условиях их раздельного, так и совместного применения приводит к снижению набухания митохондрий (см. рис. 5), очевидно, за счет снижения процессов липопероксидации в митохондриальной фракции печени крыс с трансплантированной карциномой Герена. В этих же условиях наблюдалось снижение содержания цитохрома с в цитозоле (см. рис. 6А) с одновременным повышением в митохондриях (см. рис. 6Б). При этом исследуемые показатели приближаются к контрольным значениям.

Заключение

Таким образом, полученные результаты свидетельствуют о том, что ω-3 ПНЖК и витамин D3 как при раздельном, так и, особенно, при их сочетанном применении проявляют выраженный корригирующий эффект на свободнорадикальные процессы в митохондриях печени крыс с трансплантированной карциномой Герена. В митохондриальной фракции снижается генерация супероксидного радикала с одновременным снижением уровня первичных, вторичных и конечных продуктов ПОЛ. При этом снижаются набухание митохондрий и выход цитохрома с в цитозоль клеток печени крыс-опухоленосителей в логарифмическую фазу онкогенеза. Механизм такого действия исследуемых нутриентов может реализоваться через мембраностабилизирующее действие ω-3 ПНЖК и геномные эффекты гормонально-активной формы витамина D3 - 1,25 (OH)2D3.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Литература

1. Moro K., Nagahashi M., Ramanathan R. et al. Resolvins and omega three polyunsaturated fatty acids: clinical implications in inflammatory diseases and cancer // World J. Clin. Cases. 2016. Vol. 4, N 7. P. 155-164.

2. Bruins M.J., Dane A.D., Strassburg K. et al. Plasma oxylipin profiling identifies polyunsaturated vicinal diols as responsive to arachidonic acid and docosahexaenoic acid intake in growing piglets // J. Lipid. Res. 2013. Vol. 54. P. 1598-1607.

3. Kausar S., Wang F., Cui H. The role of mitochondria in reactive oxygen species generation and its implications for neurodegenerative diseases // Cells. 2018. Vol. 7. P. 274-293.

4. Ademowo O.S., Dias H.K.I., Burton D.G.A., Griffiths H.R. Lipid (per) oxidation in mitochondria: an emerging target in the ageing process? // Biogerontology. 2017. Vol. 18, N 6. P. 859-879.

5. Akopova O.V., Kolchinskaya L.I., Nosar V.I. et al. Cytochrome c as an amplifier of ROS release in mitochondria // Физиол. журн. 2012. Т. 58, № 1. С. 3-12.

6. Fabian C.J., Kimler B.F., Hursting S.D. Omega-3 fatty acids for breast cancer prevention and survivorship // Breast Cancer Res. 2015. Vol. 17. P. 62-73.

7. Trump D.L. Calcitriol and cancer therapy: a missed opportunity // Bone Rep. 2018. Vol. 9. P. 110-119.

8. Stein S.H., Tipton D.A. Vitamin D and its impact on oral health an update // J. Tenn. Dent. Assoc. 2011. Vol. 91, N 2. P. 30-33.

9. Reeves P.G., Nielsen F.H., Fahey G.C. AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American Institute of Nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent diet // J. Nutr. 1993. Vol. 123. P. 1939-1951.

10. Weinbach T.C. A procedure for isolating stable mitochondria from rat liver and kidney // Anal. Biochem. 1961. Vol. 2. P. 335-343.

11. Азизова Г.И., Эфендиев А.М. Изучение взаимосвязи между процессами ПОЛ, состоянием АОЗ и основными иммунологическими показателями при хронической почечной недостаточности // Биомед. химия. 2009. Т. 55, 6. С. 779-783.

12. Волчегорский И.А., Налимов И.А., Яровинский Б.Г., Лифшиц Р.И. Сопоставление различных подходов к определению продуктов перекисного окисления липидов в гептан-изопропанольных экстрактах крови // Вопр. мед. химии. 1989. Т. 35, № 1. С. 127-131.

13. Львовская Е.И., Волчегорский И.А., Шемяков C.E. Спектрофотометрическое определение конечных продуктов перекисного окисления липидов // Вопр. мед. химии. 1991. Т. 37, № 4. С. 92-93.

14. Гаврилов В.Б., Гаврилова А.Р., Мажуль Л.М. Анализ методов определения продуктов перекисного окисления липидов в сыворотке крови по тесту с тиобарбитуровой кислотой // Вопр. мед. химии. 1987. Т. 33, № 1. С. 118-122.

15. Марченко М.М., Кеца О.В. Генеращя супероксидного радикала компонентами монооксигеназно'1 системи печшки попередньо опромшених щурiв-пухлиноноспв // Укр. бiохiм. журн. 2012. Т. 84, № 6. С. 95-102.

16. Lowry O.H., Rosenbrough M.J., Farr A.L., Rendal R.J. Protein measurement with the folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951; Vol. 193. P. 265-275.

17. Bernardi P., Vassaneli S., Veronese P. et al. Modulation of the mitochondrial cyclosporin A - sensitive permeability transition pore // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268. P. 1005-1010.

18. Hollis V.S., Palacios-Callender M., Springett R.J. et al. Monitoring cytochrome redox changes in the mitochondria of intact cells using multi-wavelength visible light spectroscopy // Biochim. Bio-phys. Acta. 2003. Vol. 1607. P. 191-202.

19. Serini S., Cassano R., Corsetto P.A. et al. Omega-3 PUFA loaded in resveratrol-based solid lipid nanoparticles: physicochemical properties and antineoplastic activities in human colorectal cancer cells in vitro // Int. J. Mol. Sci. 2018. Vol. 19. P. 586-605.

20. Rogers C.S., Yedjou C.G, Sutton D.J, Tchounwou P.B Vitamin D3 potentiates the antitumorigenic effects of arsenic trioxide in human leukemia (HL-60) cells // Exp. Hematol. Oncol. 2014. Vol. 3. P. 9-17.

21. Abdelbaset-Ismail A., Pedziwiatr D., Suszynska E. et al. Vitamin D3 stimulates embryonic stem cells but inhibits migration and growth of ovarian cancer and teratocarcinoma cell lines // J. Ovarian Res. 2016. Vol. 9. P. 26-38.

22. Ma Y., Trump D.L., Johnson C.S. Vitamin D in combination cancer treatment // J. Cancer. 2010. Vol. 1. P. 101-107.

23. Naranmandura H., Chen X., Tanaka M. et al. Release of apop-totic cytochrome C from mitochondria by dimethylarsinous acid occurs through interaction with voltage-dependent anion channel in vitro // Toxicol. Sci. 2012. Vol. 128, N 1. P. 137-146.

24. Fayez A.M., Zaafan M.A. Eicosapentaenoic acid and vitamin E against doxorubicin-induced cardiac and renal damages: role of cytochrome c and iNOS // Arch. Iran. Med. 2018. Vol. 21, N 11. P. 502-508.

25. Hui F., Qin X., Zhang Q. et al. Alpinia oxyphylla oil induces apoptosis of hepatocellular carcinoma cells via PI3K/Akt pathway in vitro and in vivo // Biomed. Pharmacother. 2019. Vol. 109. P. 2365-2374.

26. Birk A.V., Chao W.M., Bracken C. et al. Targeting mitochondrial cardiolipin and the cytochrome c/cardiolipin complex to promote electron transport and optimize mitochondrial ATP synthesis // Br. J. Pharmacol. 2014. Vol. 171, N 8. P. 2017-2028.

References

1. Moro K., Nagahashi M-, Ramanathan R., et al. Resolvins and omega three polyunsaturated fatty acids: Clinical implications in inflammatory diseases and cancer. World J Clin Cases. 2016; 4 (7): 155-64.

2. Bruins M.J., Dane A.D., Strassburg K., et al. Plasma oxylipin profiling identifies polyunsaturated vicinal diols as responsive to arachidonic acid and docosahexaenoic acid intake in growing piglets. J Lipid Res. 2013; 54: 1598-607.

3. Kausar S., Wang F., Cui H. The role of mitochondria in reactive oxygen species generation and its implications for neurodegenerative diseases. Cells. 2018; 7: 274-93.

4. Ademowo O.S., Dias H.K.I., Burton D.G.A., Griffiths H.R. Lipid (per) oxidation in mitochondria: an emerging target in the ageing process? Biogerontology. 2017; 18 (6): 859-79.

5. Akopova O.V., Kolchinskaya L.I., Nosar V.I., et al. Cytochrome c as an amplifier of ROS release in mitochondria. Fiziolohichnyi zhurnal [Fiziol. Zhurn]. 2012; 58 (1): 3-12. (in Ukrainian)

6. Fabian C.J., Kimler B.F., Hursting S.D. Omega-3 fatty acids for breast cancer prevention and survivorship. Breast Cancer Res. 2015; 17: 62-73.

7. Trump D.L. Calcitriol and cancer therapy: a missed opportunity. Bone Rep. 2018; 9: 110-9.

8. Stein S.H., Tipton D.A. Vitamin D and its impact on oral health an update. J Tenn Dent Assoc. 2011; 91 (2): 30-3.

9. Reeves P.G., Nielsen F.H., Fahey G.C. AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American Institute of Nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent diet. J Nutr. 1993; 123: 1939-51.

10. Weinbach T.C. A procedure for isolating stable mitochondria from rat liver and kidney. Anal Biochem. 1961; 2: 335-43.

11. Azizova G.I., Efendiev A.M. Investigation of relation between LPO, AOD and some immune parameters in patients with chronic kidney disease. Biomeditsinskaya khimiya [Biomedical Chemistry]. 2009; 55 (6): 779-83. (in Russian)

12. Volchegorskiy I.A., Nalimov I.A., Yarovinskiy B.G., Lifshits R.I. Comparison of different approaches to the determination of lipid peroxidation products in heptane-isopropanol blood extracts. Voprosy meditsinskoy khimii [Problems of Medical Chemistry]. 1989; 35 (1): 127-31. (in Russian)

13. L’vovskaya E.I., Volchegorskiy I.A., Shemyakov C.E. Spectropho-tometric determination of the final lipid peroxidation products. Voprosy meditsinskoy khimii [Problems of Medical Chemistry]. 1991; 37 (4): 92-3. (in Russian)

14. Gavrilov V.B., Gavrilova A.R., Mazhul’ L.M. Analysis of methods for determining the products of lipid peroxidation in the blood tissue by the test with thiobarbituric acid. Voprosy meditsinskoy khimii [Problems of Medical Chemistry]. 1987; 33 (1): 118-22. (in Russian)

15. Marchenko M.M., Ketsa O.V. The generation of superoxide anion-radical in liver monooxygenase system of preliminary radiation-exposed tumor-bearing rats. Ukranns'kyi biokhimichnyi zhurnal [Ukr. biokhim. Zhurn]. 2012; 84 (6): 95-102. (in Ukrainian)

16. Lowry O.H., Rosenbrough M.J., Farr A.L., Rendal R.J. Protein measurement with the folin phenol reagent. J Biol Chem. 1951; 193: 265-75.

17. Bernardi P., Vassaneli S., Veronese P., et al. Modulation of the mitochondrial cyclosporin A - sensitive permeability transition pore. J Biol Chem. 1993; 268: 1005-10.

18. Hollis V.S., Palacios-Callender M., Springett R.J., et al. Monitoring cytochrome redox changes in the mitochondria of intact cells using multi-wavelength visible light spectroscopy. Biochim Bio-phys Acta. 2003; 1607: 191-202.

19. Serini S., Cassano R., Corsetto P.A., et al. Omega-3 PUFA loaded in resveratrol-based solid lipid nanoparticles: physicochemical properties and antineoplastic activities in human colorectal cancer cells in vitro. Int J Mol Sci. 2018; 19: 586-605.

20. Rogers C.S., Yedjou C.G, Sutton D.J, Tchounwou P.B Vitamin D3 potentiates the antitumorigenic effects of arsenic trioxide in human leukemia (HL-60) cells. Exp Hematol Oncol. 2014; 3: 9-17.

21. Abdelbaset-Ismail A., Pedziwiatr D., Suszynska E., et al. Vitamin D3 stimulates embryonic stem cells but inhibits migration and growth of ovarian cancer and teratocarcinoma cell lines. J Ovarian Res. 2016; 9: 26-38.

22. Ma Y., Trump D.L., Johnson C.S. Vitamin D in combination cancer treatment. J Cancer. 2010; 1: 101-7.

23. Naranmandura H., Chen X., Tanaka M., et al. Release of apoptotic cytochrome C from mitochondria by dimethylarsinous acid occurs through interaction with voltage-dependent anion channel in vitro. Toxicol Sci. 2012; 128 (1): 137-46.

24. Fayez A.M., Zaafan M.A. Eicosapentaenoic acid and vitamin E against doxorubicin-induced cardiac and renal damages: role of cytochrome c and iNOS. Arch Iran Med. 2018; 21 (11): 502-8.

25. Hui F., Qin X., Zhang Q., et al. Alpinia oxyphylla oil induces apoptosis of hepatocellular carcinoma cells via PI3K/Akt pathway in vitro and in vivo. Biomed Pharmacother. 2019; 109: 2365-74.

26. Birk A.V., Chao W.M., Bracken C., et al. Targeting mitochondrial cardiolipin and the cytochrome c/cardiolipin complex to promote electron transport and optimize mitochondrial ATP synthesis. Br J Pharmacol. 2014; 171 (8): 2017-28.