Yessotoxin: risk assessment for public health. Justification of regulations of content in seafood

Abstract

Yessotoxin and its derivatives (about 90) are isolated from algae belonging to the species Protoceratium reticulatum, Gonyaulax cf. Spinifera, Lingulodinium polyedrum and from invertebrate organisms that feed on these algae. Previously yessotoxin have been associated with the group of diarrheal toxins. Later studies of the possible impact of yessotoxin on the activity of alkaline phosphatase allowed to exclude them from this group. Yessotoxin causes a violation of calcium entry in the cells, which, in turn, effects the calcium-calmodulin system and thus influences into homeostasis of the organism as a whole. It was shown that yessotoxin induces a biphasic change in the concentration of adenosine monophosphate, an initial increase with a subsequent relative decrease, within some minutes after adding the toxin to the lymphocytes cell culture. Yessotoxin has effects on immune system; which is manifested in an increase of cytokines level, by inducing the expression of the genes encoding them. Yessotoxin have impact into processes of cell adhesion via E-cadherin and, thus, could be an important factor in the development of Alzheimer's disease. It has been established that yessotoxin caused the development of apoptosis. In those cases all three mechanisms of cell death took place - apoptosis, paraptosis and autophagy. Yessotoxin's acute toxicity doses according to different data are from 100 to 500-750 μg per 1kg of body weight. Yessotoxin's acute reference dose (ARfD) - 25 μg/kg of body weight per day. The results of the analysis of yessotoxin level in shellfish meat showed that none of the studied samples contained more than 3.75 mg yessotoxin equivalents/kg shellfish meat. This level has been adopted by the European Union as the maximum acceptable level of yessotoxin in shellfish meat (EU Regulation N 786/2013). Presented data on the mechanism of action, toxicity and prevalence of yessotoxins make it necessary to establish regulations of their content in seafood, placed on the markets of the Eurasian Economic Union.

Keywords:yessotoxin, risk assessment, mechanisms of action, toxicity, justification of content in shellfish

Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2018; 87 (3): 18-29. doi: 10.24411/0042-8833-2018-10027.

В последние годы в питании населения России все большее место занимают морепродукты, в том числе отечественного производства. Однако они могут содержать и высокотоксичные соединения - фикотоксины, являющиеся природными загрязнителями море­продуктов, продуцируемыми морскими водорослями. Известно, что около 5000 видов водорослей (в основном это динофлагелляты и диатомовые водоросли) способ­ны к продукции фикотоксинов [1].

Фикотоксины могут вызывать острые пищевые от­равления, сопровождающиеся специфичной для раз­личных групп фикотоксинов клинической картиной. В соответствии с установленными данными фикотоксины ежегодно являются причиной от 50 тыс. до 500 тыс. случаев пищевых отравлений в мире. Смертность при отравлениях фикотоксинами от общего числа отравле­ний составляет 1,5%. Кроме того, фикотоксины цитотоксичны, нейротоксичны, а некоторые из них обладают канцерогенными свойствами. В то же время технологи­ческая обработка не приводит к полному разрушению фикотоксинов [1, 2].

В Российской Федерации случаи отравлений фикотоксинами в настоящее время не зарегистрированы. Данная ситуация объясняется недостаточной осведом­ленностью медицинского персонала и некачественным сбором эпидемиологического анамнеза о возможности отравления фикотоксинами при употреблении в пищу морепродуктов, неспецифичностью клинической кар­тины отравления при поступлении малых доз токсинов, отсутствием высокоэффективных прецизионных и се­лективных методов выявления и количественного оп­ределения некоторых фикотоксинов в морепродуктах, ограниченным перечнем фикотоксинов, регламентиру­емых в морепродуктах. Морепродукты, поступающие из других стран, законодательство которых предусматри­вает достаточно жесткий контроль за этой группой контаминантов, могут содержать фикотоксины в количест­вах, не превышающих установленные регламенты.

Несмотря на то что во многих странах мира уже организован мониторинг за загрязнением гидробионтов фикотоксинами [3, 4], в России еще не в полной мере сформирована нормативная и методическая база в отношении этих загрязнителей. В настоящее время за­конодательством Евразийского экономического союза в морепродуктах регламентируется содержание 3 фикотоксинов: сакситоксина, домоевой и окадаиковой кис­лот. В то же время международным законодательством и законодательством ряда стран регламентируются и некоторые другие фикотоксины [4-7]. Одной из таких групп фикотоксинов является йессотоксин и его произ­водные.

Йессотоксин и широкий спектр его производных выделены из диатомовых водорослей (Protoceratium reticulatum), динофлагеллятов, или динофитовых водо­рослей (Gonyaulax cf. Spinifera), одноклеточных бурых водорослей (Lingulodinium polyedrum) и беспозвоночных организмов, питающихся этими водорослями [8].

Йессотоксин является полиэфиром, состоящим из 11 смежных эфирных колец, ненасыщенной боковой цепи и 2 эфиров сульфата. Известно более 90 производ­ных йессотоксина. Однако только несколько десятков были полностью идентифицированы (рис. 1). Наиболее часто определяемыми в составе морепродуктов произ­водными йессотоксина являются: 1a-гомо-йессотоксин, 45-гидрокси-йессотоксин и 45-гидрокси-1a-гомо-йессотоксин. Йессотоксины представляют собой термоста­бильные соединения, и их количество не снижается в процессе термообработки моллюсков [8, 9].

Биологическая характеристика йессотоксинов

Йессотоксины имеют низкую степень абсорбции из желудочно-кишечного тракта [10], а данные о распреде­лении йессотоксинов в тканях высших животных и путях их экскреции отсутствуют. Некоторое время йессотоксины относились к группе диарейных токсинов, однако проведенные в дальнейшем исследования возможного влияния йессотоксинов на активность щелочной фосфатазы показали, что данная группа токсинов не является ингибиторами этого фермента, что позволило исклю­чить их из группы диарейных токсинов [8].

Йессотоксины в концентрации 10-6 М индуцируют увеличение содержания кальция в цитоплазме изоли­рованных лимфоцитов человека до 70 нМ в течение 2 мин. При этом установлено, что при добавлении в среду тапсигаргина (индуктора стресса эндоплазматического ретикулума) йессотоксины ингибируют каль­циевые каналы и препятствуют поступлению кальция в лимфоциты человека. Следовательно, йессотоксины могут регулировать поступление кальция в цитоплазму клеток в зависимости от различных условий [8, 9].

Нарушение поступления кальция в клетку, в свою очередь, влияет на кальций-кальмодулиновую систему, что отражается на гомеостазе организма в целом. Из­менения концентрации внутриклеточного Ca2+-связывающего белка можно считать ранним индикатором не­врологических нарушений, вызванных йессотоксинами. Аналогичное воздействие йессотоксинов отмечено на движение ионов кальция через клеточные мембраны в изолированных митохондриях при воздействии йессотоксина в концентрации 10-7 М. Этот эффект наблюдается при наличии в клетке микромолярных концентраций кальция. Влияние йессотоксина на проницаемость клеточных мембран подтверждена и в экспериментах на культуре интактных клеток печени крыс (in situ) при воздействии токсина в концентрации 10-7-10-6 М [8, 11].

При инкубации изолированных лимфоцитов чело­века с йессотоксином в концентрации 10-6-10-5 М из­меняется активность фосфодиэстеразы и содержание циклического аденозинмонофосфата (цАМФ). Было показано, что йессотоксин в клетках лимфоцитов ин­дуцирует двухфазное изменение концентрации цАМФ -начальное увеличение с последующим относительным снижением - в течение нескольких минут после добав­ления токсина в культуру клеток. Эксперименты, прово­димые с ингибиторами фосфодиэстеразы, позволили предположить, что наиболее вероятными мишенями йессотоксина являются Ca2+/кальмодулин-зависимые фосфодиэстеразы I типа. Механизм, приводящий к ак­тивации фосфодиэстеразы йессотоксином, включает начальное увеличение содержания кальция в цитозоле клетки, доступного для кальций-зависимой фосфодиэстеразы I типа, с последующим снижением внутрикле­точной концентрации цАМФ [12, 13]. Показано, что при воздействии йессотоксина в концентрации 10-6-10-5 М наблюдалось увеличение на 15-25% активности фосфодиэстеразы в нервных клетках головного мозга быков [12]. Предполагается, что функции лимфоцитов ингибируются агентами, которые увеличивают внут­риклеточную концентрацию цАМФ [14]. Было также установлено, что концентрации токсина, вызывающие снижение внутриклеточного содержания цАМФ, вы­зывали увеличение продуцирования интерлейкина-2 в лимфоцитах после 20-часового воздействия, что под­тверждает предположение о том, что йессотоксин может влиять на функционирование лимфоцитов [12]. В экс­периментах на клетках макрофагов линии J774 мышей было подтверждено влияние йессотоксинов на иммун­ную систему, что выражалось в повышении количества цитокинов за счет усиления экспрессии кодирующих их генов [15].

Йессотоксин влияет и на процессы клеточной адге­зии. Данное влияние осуществляется через E-кадгерин, который относится к кальций-зависимым белкам кле­точной адгезии. Он осуществляет механизмы регули­ровки межклеточной адгезии, клеточной подвижности и пролиферации эпителиальных клеток, нарушает про­ницаемость клеточной мембраны, является лигандом для интегрированного рецептора альфа-E/бета-7. Домен E-кадгерина CTF2 стимулирует неамилоидную дегра­дацию предшественника β-амилоида (APP), являюще­гося трансмембранным белком 1-го типа, ингибирует образование продуктов его амилоидного распада -С-концевых пептидов (С99 и С83), что в свою очередь может негативно повлиять на когнитивные функции организма [16-18]. Дефрагментация E-кадгерина наблюдалась после воздействия йессотоксином и на эпи­телиальные клетки кишечника человека в концентрации 10-10-10-9 М [19].

Было проведено несколько исследований in vitro с целью выяснения механизмов действия йессотоксина на клеточном уровне. Эти эксперименты подтвердили результаты морфологических исследований и показали высокую цитотоксичность йессотоксина.

Йессотоксин увеличивает активность каспазы 3 и 7 в клетках HeLa, снижает порог проницаемости митохондриальных мембран гепатоцитов крыс, вызывает нару­шение цитоскелета культуры клеток нейронов мозжечка и далее их апоптоз. На культурах клеток позвоночных животных показано, что эти эффекты связаны с умень­шением фагоцитарной активности и ингибирования созревания фагосом в макрофагальных клетках линии J774 [1, 20, 21].

Экспериментальные данные, полученные с исполь­зованием культур клеток IPLB-LdFB и NIH3T3, проде­монстрировали, что при воздействии йессотоксина микрофиламенты F-актина постепенно деполимеризуются в течение 48 ч. Кроме того, показано, что лизосомы являются первым клеточным компонентом, повреждае­мым йессотоксином вследствие увеличения концентра­ции Ca2+, что в конечном итоге способствует деполиме­ризации актина [1, 22-24].

В настоящее время общий механизм действия йессотоксина до конца не изучен. Вместе с тем имеющиеся данные о влиянии йессотоксина на кальций-кальмодулиновую систему позволяют предположить, что он воздействует на целый ряд процессов в организме человека.

Так, имеются данные о влиянии йессотоксина на ак­тивность фосфодиэстеразы (PDEs), уровень кальция и активность якорного домена митохондриальной киназы А, представляющего собой протеиновый комплекс (AKAPs). Определяющим для активации цАМФ является локализация фактора активации, состоящего из протеи­нового комплекса митохондриальной киназы А, фосфодиэстеразы и протеинкиназы А (AKAP-PDE-PKA) [20, 24]. Установлено существование нескольких видов AKAPs: ассоциированный с нейронами - AKAP 79, с органеллами - AKAP 149, с рецепторами мембран - AKAP 250, с матриксом нуклеотидов - AKAP 95. После инкуба­ции культуры клеток лейкемии К-562 в присутствии йессотоксина в цитозоле наблюдалось значительное снижение количества AKAP 149, что приводило к ги­бели клеток. Напротив, в свежевыделенных лимфо­цитах человека уровень AKAP 149 значительно по­вышался после их инкубации в присутствии токсина, что приводило к сохранению жизнеспособности клеток [20, 22-26].

Были проведены исследования по изучению ключе­вой роли комплекса AKAP-149-PKA-PDE4A в развитии эффектов воздействия йессотоксина. После инкубации культуры клеток в присутствии йессотоксина в течение 24 ч комплекс AKAP-149-PKA-PDE4A был локализован в плазматической мембране и наблюдалась активация процессов апоптоза. После 48 ч воздействия йессотоксина на культуру клеток данный комплекс локали­зовался в нуклеотидах. При этом процессы апоптоза не развивались. Данные эффекты не наблюдались в случае отсутствия AKAP 149 или PDE4A [20].

Протеинкиназа С - фермент, играющий роль в боль­шом количестве биологических процессов, в том числе в качестве активатора и ингибитора апоптоза. Акти­вация и транслокация в плазматическую мембрану цитозольной протеинкиназы С связаны в основном с уровнем содержания тау-белка (TAY) и β-амилоида [27]. Однако было показано, что при воздейс­твии йессотоксина на нейроны головного мозга, име­ющие мутацию, которая определяет развитие болезни Альцгеймера, активность протеинкиназы С не свя­зана с изменением активности фосфодиэстеразы и фосфокиназы А [11]. Таким образом, цАМФ, кальций, фосфодиэстераза, фосфокиназа С и AKAP 149, так же как и митохондрии, вовлечены в механизм действия йессотоксина [21, 28] (рис. 2).

Возможность развития апоптоза при поступлении йессотоксина была установлена в культуре клеток нейробластомы BE(2)-M17 [1]. Позже такие сообщения по­явились в отношении различных типов клеток, таких как опухолевые клетки линии HeLa S3, нейроны го­ловного мозга, миобласты линии L6 и BC3H1, фибробласты мышей линии NIH3T3, культура клеток почек (линия MDCK) и молочной железы (линия MCF-7), куль­туры клеток, выделенных из клеток печени больного гепатоцеллюлярной карциномой (линии HepG2, Bel7402 и HL7702) [1, 21-24, 28]. При этом уже через 24 ч после введения йессотоксина наблюдалась активация апоптоза на культуре клеток лейкемии линии K-562 [26].

Показано, что йессотоксин имеет выражен­ную цитотоксичность к линии тучных клеток базофильной лейкемии крыс RBL-2H3, участвующих в процессах воспаления, что может играть ключевую роль в развитии апоптоза. Вместе с тем введение йессотоксина мышам в дозах от 30 до 100 мкг на 1 кг массы тела с привитой меланомой, вызываемой лини­ями клеток RBL-2H3 и B16F10, способствовало уменьше­нию опухоли. Полученные результаты свидетельствуют о возможности использования йессотоксина для лече­ния и/или предупреждения нарушений обмена веществ и онкопатологий [29].

Принимая во внимание имеющиеся данные об акти­вации процессов апоптоза при поступлении йессотоксинов, можно сделать вывод о том, что индукция гибели клетки включает в данном случае все 3 механизма: апоптоз, параптоз и аутофагию (рис. 3) [21, 28].

Имеются сведения об иммунорегуляторной функции йессотоксина по отношению к клеткам EL-4 Т-лимфоцитов. В данном случае отмечена обратимая ре­гуляция Т-клеток при помощи активации рецепторного комплекса [30, 31]. С другой стороны, так же как и в случае с лекарственными препаратами, йессотоксин, воздействуя на цАМФ, снижает в культуре Т-клеток человека уровень интерлейкина-2 [32]. В то же время высвобождение цитокинов, таких как TNF-α, активи­руется в макрофагальных клетках линии J774 мышей. При этом токсин способствует снижению фагоцитарной активности [33]. В то же время в другом эксперименте у подопытных мышей в условиях стресса был отмечен рост фагоцитарной активности [1, 34]. В этом случае в процесс были вовлечены межклеточный кальций и цАМФ [1, 35]. При введении мышам токсина внутрибрюшинно отмечались структурные изменения клеток тимуса и иммунокомпетентных клеток [1]. Таким обра­зом, в клетках млекопитающих йессотоксин способен воздействовать на иммунную систему и/или иммунный ответ организма. Ключевую роль в формировании этого ответа имеет комплекс цAMФ/фосфокиназа А/фосфодиэстераза, которые также играют важную роль в акти­вации воспалительного процесса в клетках (например, в тучных клетках) [23, 28].

Йессотоксин также может индуцировать неапоптотическую гибель клеток в культуре миобластов ВС3Н1, первичных кортикальных нейронах и клетках глиомы [36, 37]. Недавно было установлено, что йессотоксин индуцирует митотическую катастрофу и генетичес­кие изменения, которые могут представлять интерес для контроля роста раковых опухолей [15, 19, 38]. При воздействии йессотоксина на клетки глиомы на­блюдались изменения в липидном и углеводном метабо­лизме клетки [37, 39], при этом выявлялось увеличение содержания холестерина [39]. Нарушение регуляции обмена липидов в клетках глиомы под воздействием токсина объясняется, по-видимому, стрессом, оказывае­мым на эндоплазматический ретикулум. Это оказывает воздействие на содержание холестерина и затем каль­ция в цитозоле. Стресс, оказываемый воздействием токсина на клетки, индуцирует увеличение скорости метаболизма в митохондриях [39].

Ранее сообщалось, что после воздействия йессотоксина в поджелудочной железе и печени наблюдалась элиминация жира и, таким образом, высказывается предположение о потенциальной возможности его ис­пользования в лечении и/или профилактике заболева­ний, связанных с нарушением метаболизма липидов и глюкозы [40].

Токсичность йессотоксина

Результаты исследований острой токсичности йессотоксина и его аналогов при внутрибрюшинном введении для мышей суммированы в таблице. Острая токсич­ность самого йессотоксина при этом пути введения варьирует от 100 до 500-750 мкг на 1 кг массы тела [22, 43-46]. Причины таких расхождений до настоящего времени не выяснены. На наш взгляд, разница значений токсичности для различных видов йессотоксинов зави­сит от особенностей их химической структуры. Данные о токсичности йессотоксинов для других видов живот­ных практически отсутствуют.

В некоторых странах при обнаружении йессотоксинов в пищевой продукции применяются следующие коэффициенты пересчета для определения токсической эквивалентности (TEF): йессотоксин - 1; 1a-гомо-йессотоксин - 1; 45-гидрокси-йессотоксин - 1 и 45-гид-рокси-1a-гомо-йессотоксин - 0,5. Данные коэффици­енты используются в качестве временной меры ввиду отсутствия достаточного количества информации о токсичности различных видов йессотоксинов [22, 44].

Проводимые экспериментальные исследования не выявили никаких значительных гистоморфологических изменений, вызванных введением йессотоксина мышам как при пероральном, так и при парентеральном введении. В остром и подостром эксперименте показано, что основным органом-мишенью является миокард [45]. В то же время имеющиеся результаты экспериментов по определению LD50 на мышах показывают, что гибели животных предшествовали симптомы, которые вклю­чали моторную дискоординацию и прыжки. Эти явления сопровождались повреждением нейронов головного мозга [46, 47].

При внутрибрюшинном введении йессотоксина сам­цам мышей линии Swiss CD1 в летальной дозе (420 мкг на 1 кг массы тела, вызывающей гибель животных в течение 2 ч) и сублетальной дозе (10 мкг на 1 кг массы тела - через 24 ч после внутрибрюшинного введе­ния) было показано, что мозжечок является наиболее чувствительной областью мозга при воздействии йессотоксина. После внутрибрюшинного введения йессотоксина мышам в сублетальной дозе были обнаружены выраженные морфофункциональные изменения в кле­точном слое Пуркинье коры мозжечка. Клетки были нерегулярно распределены, отмечались выраженные изменения компонентов цитоскелета. Структура нейроновых микротрубочек и нейрофиламентных структур была изменена на фоне снижения иммунореактивности к β-тубулину. В то же время йессотоксин не вызывал каких-либо значительных морфофункциональных моди­фикаций в других областях мозга [22, 48, 49].

Двенадцатиперстная кишка чувствительна к более высокой дозе йессотоксина (420 мкг на 1 кг массы тела). Несмотря на сохранение общей структуры ткани, в ней наблюдалось большое количество клеток крови (глав­ным образом лимфоцитов), проникших между ворсин­ками, а также соединительной и эпителиальной ткани слизистой оболочки кишечника и, кроме того, апоптоз клеток кишечника. Большее количество клеток, в ос­новном гранулоцитов и макрофагов, в эпителиальном слое и соединительной ткани проявляли выраженную иммунореактивность в отношении к интерлейкину-6 и TNF-α, в то время как число клеток, проявляющих активность по отношению к антителам интерлейкина-8 уменьшилось. Сублетальная доза йессотоксина не вы­зывала явных гистологических изменений в кишечнике и активности цитокинов [1, 38, 50].

В отличие от двенадцатиперстной кишки тимус ре­агировал на обе дозы йессотоксина. При введении сублетальной дозы (10 мкг на 1 кг массы тела) на­блюдались выраженные изменения морфологической структуры ткани. При введении йессотоксина в дозе 420 мкг на 1 кг массы тела в коре тимуса присутство­вали менее компактные участки с уменьшенным числом тимоцитов. В коре тимуса при введении указанных доз в большем проценте выявлялись апоптотические фенотипы клеток, в основном тимоцитов. При этом в коре тимуса значительно увеличивалась активность митоза. Полученные показатели активности митоза были сопоставимы при введении летальной и субле­тальной доз [1, 10, 14].

В целом данные А. Franchini и соавт. [1] свидетель­ствуют о том, что тимус и иммунная система явля­ются одними из основных мишеней йессотоксина при введении обеих концентраций, тогда как изменения в мозжечке обнаруживаются только при введении смер­тельной дозы. Неврологические нарушения, вызванные йессотоксином в остром эксперименте, могут рассмат­риваться как результат модификаций компонентов цитоскелета и уровней внутриклеточного Ca2+-связыва-ющего белка, наблюдаемых в клетках Пуркинье коры мозжечка [21]. Морфофункциональные изменения, ин­дуцированные в тимусе, сравнимы с теми изменени­ями, которые наблюдаются в опухолях тимуса [51, 52]. Этот факт подтверждает предположение о возмож­ной малигнизации клеток при поступлении данного токсина [1].

Следует также отметить, что при пероральном пос­туплении токсичность йессотоксинов менее выражена, чем при внутрибрюшинном введении. Йессотоксин и его производные не вызывают гибель мышей после перорального введения в дозе 1 мг на 1 кг массы тела и какого-либо токсического действия, за исключе­нием небольших ультраструктурных изменений в мио­карде [42]. Методом конфокальной спектроскопии установлено, что ультраструктурные изменения в миокарде возникали при пероральном введении йессотоксина в дозе 7,5 мг на 1 кг массы тела [22, 41]. Введение ток­сина перорально мышам в дозе 5 мг на 1 кг массы тела не вызывала такого эффекта.

Установлены низкая абсорбция йессотоксина при пероральном поступлении и факт того, что большая часть токсина при таком введении выявляется в содержимом толстой кишки и в фекалиях. Вместе с тем показана вероятность ультраструктурных изменений сердечной мышцы после внутрижелудочного, внутрибрюшинного и внутривенного введения йессотоксина крысам и мышам. Аналогичный эффект был обнаружен после совместного введения йессотоксина и окадаиковой кис­лоты. При совместном введении йессотоксина и азаспирацида 1 токсические проявления не обнаружены [14].

Данные о хронических эффектах йессотоксина в эк­спериментах на животных при любых путях введения отсутствуют, как и сведения о пищевых отравлениях, вызванных йессотоксинами у людей. На основании проведенных исследований доза йессотоксина 5 мг на 1 кг массы тела была утверждена в качестве дозы, не вызывающей кардиотоксических проявлений (NOAEL). Установлен также безопасный уровень при остром воздействии (ARfD) - 25 мкг на 1 кг массы тела в сутки [22, 41, 53]. Однако на сегодняшний день уровень допус­тимого суточного потребления йессотоксинов не уста­новлен. Молекулярные механизмы (токсикокинетика), лежащие в основе их токсичности, в настоящее время в достаточной степени не изучены.

Оценка уровней потребления. Регламенты содержания в пищевой продукции

По данным Европейского агентства по безопасности пищевых продуктов (European Food Safety Autority, EFSA) [22], йессотоксины были выявлены в 404 из 2477 об­разцов морепродуктов, отобранных в магазинах и су­пермаркетах, с неизвестным и, возможно, различным происхождением. При этом наибольшее количество случаев обнаружения йессотоксинов было в Германии (в 382 из 404 исследованных образцов), остальные 22 случая выявлены в Италии.

На основе данных, представленных 5 государствами -членами Европейского союза, был установлен наиболь­ший объем порции моллюсков, содержащих 1 мг/кг йессотоксина - 400 г. Такая порция эквивалентна пос­туплению йессотоксина в количестве 6,7 мкг на 1 кг массы тела для взрослого человека массой тела 60 кг. Полученное значение ниже безопасного уровня при остром воздействии (25 мкг на 1 кг массы тела) и со­ответствует 1500 мкг йессотоксина/сут на взрослого человека с массой тела 60 кг. Таким образом, по мнению EFSA, такая доза не представляет никакого риска для здоровья потребителей, и значение 1 мг/кг было принято в качестве максимально допустимой дозы йессотоксинов в мясе моллюсков.

Вместе с тем результаты проводимых анализов со­держания йессотоксинов в мясе моллюсков показали, что ни в одном из исследованных образцов содержание йессотоксинов не превысило 3,75 мг эквивалентов йессотоксинов на 1 кг мяса моллюсков.

В связи с этим EFSA пришла к выводу о том, что при потреблении 400 г моллюсков человеком со средней массой тела 60 кг безопасный уровень острого воз­действия не будет превышен [22]. Основываясь на этих данных, был установлен новый максимально допусти­мый уровень содержания йессотоксинов в моллюсках -3,75 мг/кг [54]. В международном законодательстве (Комиссия Кодекс Алиментариус) и законодательстве Евразийского экономического союза содержание йессотоксинов в морепродуктах в настоящее время не регламентируется.

Заключение

Представленные данные о механизме действия, ток­сичности и распространенности йессотоксинов делают необходимым введение регламента их содержания в морепродуктах, размещаемых на рынках Евразий­ского экономического союза.

Литература

1. Franchini A., Malagoli D., Ottaviani E. Targets and effects of yessotoxin, okadaic acid and palytoxin: a differential review // Mar. Drugs. 2010. Vol. 8. P. 658-677. doi: 10.3390/md8030658.

2. Berdaelt E., Fleming L.E., Goven R. Marine harmful algal blooms, human health and wellbeing: challenges and opportunities in the 21st century. HHS Public Access Author manuscript // J. Mar. Biol. Assoc. U.K. 2015. 62 p.

3. Marine Biotoxins. Rome : Food and Agriculture Organization of the United Nations, 2004. 229 p.

4. Report of the Joint FAO/IOC/WHO ad hoc Expert Consultation on Biotoxins in Bivalve Molluscs. Short Summary. Oslo, Norway, 26-30 September 2004. IOC/INF-1215 UNESCO 2005.-SC-2005/ WS/24. 8 p.

5. Regulation (EC) No 853/2004 of the European Parliament and of the Council of 29 April 2004 laying down specific hygiene rules for food of animal origin // OJ L 139, 30.4.2004, p. 55-205.

6. Product Inspection of Imported Fish. 5. Product Inspection. Cana­dian Food Inspection Agency. URL: http://inspection.gc.ca/food/fish-and-seafood/imports/product-inspection/eng/1360343085758/ 1360343335938?chap=5.

7. Wu H., Yao J., Guo M. et al. Distribution of marine lipophilic toxins in shellfish products collected from the Chinese market // Mar. Drugs. 2015. Vol. 13. P. 4281-4295. doi: 10.3390/md13074281.

8. Assessment and management of biotoxin risks in bivalve mollusks // FAO Fisheries and Aquaculture Technical Paper 551. Rome : Food and Agriculture Organization of the United Nations, 2011. 358 p.

9. Assunзao J., Guedes A.C., Malcata F.X. Biotechnological and pharmacological applications of biotoxins and other bioactive molecules from dinoflagellates // Mar. Drugs. 2017. Vol. 15. P. 393. doi: 10.3390/md15120393.

10. Paz B., Daranas A.H., Norte M. et al. Yessotoxins, a group of marine polyether toxins: an overview // Mar. Drugs. 2008. Vol. 6. P. 73-102. doi: 10.3390/md20080005.

11. Alonso E., Vale C., Vieytes M.R., Botana L.M. Translocation of PKC by yessotoxin in an in vitro model of Alzheimer's disease with improve­ment of tau and β-amyloid pathology // ACS Chem. Neurosci. 2013. Vol. 4. P. 1062-1070. doi: dx.doi.org/10.1021/cn400018y.

12. Alfonso A., De la Rosa, Vieutes M.R. et al. Yessotoxin, a novel phycotoxin, activates phosphodiesterase activity. Effect of yessotoxin on cAMP levels in human lymphocytes // Biochem. Pharmacol. 2003. Vol. 65, N 2. P. 193-208.

13. Mayer A.M., Rodmguez A.D. et al. Marine pharmacology in 2009­2011: marine compounds with antibacterial, antidiabetic, antifungal, anti-inflammatory, antiprotozoal, antituberculosis, and antiviral activities; affecting the immune and nervous systems, and other miscellaneous mechanisms of action // Mar. Drugs. 2013. Vol. 11. P. 2510-2573. doi: 10.3390/md11072510.

14. Sakai R., Swanson G.T. Recent progress in neuroactive marine natu­ral products // Nat. Prod. Rep. 2014. Vol. 31, N 2. P. 273-309. doi: 10.1039/c3np70083f.

15. Korsnes M.S., Hetland D.L., Espenses A. et al. Apoptotic events by yessotoxin in myoblast cell lines from rat and mouse // Toxicol. in Vitro. 2006. Vol. 20. P. 1077-1087.

16. Hulpiau P., van Roy F. Molecular evolution of the cadherin super-family // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2009. Vol. 41, N 2. P. 349-369. doi :10.1016/j.biocel.2008.09.027.

17. Baglietto-Vargas D., Medeiros R., Martinez-Coria H. et al. Mife­pristone alters APP processing to preclude Αβ and also reduces tau pathology // Biol. Psychiatry. 2013. Vol. 74, N 5. P. 357-366. doi: 10.1016/j.biopsych.2012.12.003.

18. Кухарский М.С., Овчинников Р.К., Бачурин С.О. Молекулярные аспекты патогенеза и современные подходы к фармакологичес­кой коррекции болезни Альцгеймера // Журн. неврол. и психи­атр. 2015. № 6. С. 103-114. doi: 10.17116/jnevro20151156103-114.

19. Wang L., Xiaokaiti Y., Wang G., Xu X. et al. Inhibition of PDE2 revers­es beta amyloid induced memory impairment through regulation of PKA/PKG-dependent neuro-inflammatory and apoptotic pathways // Sci. Rep. 2017. Vol. 7, N 1. Article ID 12044. doi: 10.1038/s41598-017-08070-2.

20. Ronzitti G., Callegari F., Malaguti C., Rossini G.P. Selective disruption of the E-cadherin-catenin system by an algal toxin // Br. J. Cancer. 2004. Vol. 90. P. 1100-1107. doi: 10.1038/sj.bjc.6601640.

21. Alfonso A., Vieytes M.R., Botana L.M. Yessotoxin, a promising therapeutic tool // Mar. Drugs. 2016. Vol. 14. P. 30. doi: 10.3390/md14020030.

22. Marine biotoxins in shellfish - Yessotoxin group. Scientific Opinion of the Panel on Contaminants in the Food chain (Question No EFSA-Q-2006-065D) // EFSA J. 2008. Vol. 907. P. 1-62.

23. Korsnes M.S. Yessotoxinas a tool to study induction of multiple cell death pathways // Toxins. 2012. Vol. 4. P. 568-579. doi: 10.3390/ toxins4070568.

24. Min Pang, Pei Qu, Chun-Lei Gao et al. Effect of yessotoxin on cytosolic calcium levels in human hepatocellular carcinoma cells in vitro // Biomed. Rep. 2014. Vol. 2. P. 93-96. doi: 10.3892/br.2013.202.

25. Cusick K.D., Sayler G.S. An overview on the marine neurotoxin, saxitoxin: genetics, molecular targets, methods of detection and ecological functions // Mar. Drugs. 2013. Vol. 11. P. 991-1018. doi: 10.3390/md11040991.

26. Fernandez-Araujo A., Sanchez J.A., Alfonso A. et al. Different toxic effects of YTX in tumor K-562 and lymphoblastoid cell lines // Front. Pharmacol. 2015. Vol. 6. P. 124. doi: 10.3389/fphar.2015. 00124.

27. Liu Z., Lv Y., Zhao N., Guan G., Wang J. Protein kinase R-like ER kinase and its role in endoplasmic reticulum stress-decided cell fate // Cell Death Dis. 2015. Vol. 6. Article ID e1822. doi: 10.1038/cddis.2015.183.

28. Korsnes M.S., Korsnes R. Lifetime distributions from tracking indi­vidual BC3H1 cells subjected to yessotoxin // Front. Bioeng. Biotechnol. 2015. Vol. 3. P. 166. doi: 10.3389/fbioe.2015.00166.

29. Tobio A. Yessotoxin, a marine toxin, exhibits anti-allergic and antitumoural activities inhibiting melanoma tumour growth in a preclinical model // PLoS One. 2016. Vol. 11, N 12. Article ID e0167572. doi: 10.1371/journal.pone.0167572.

30. Martin-Lopez A., Gallardo-Rodrigues, Sanchez-Miron A.S. et al. Immunoregulatory potential of marine algal toxins yessotoxin and okadaic acid in mouse T lymphocyte cell line EL-4 // Toxicol. Lett. 2011. Vol. 207. P. 167-172. doi: 10.1016/j .toxlet.2011.09.007.

31. Martin-Lopez A., Gallardo-Rodriguez J.J., Sanchez-Miron A. et al. Cytotoxicity of yessotoxin and okadaic acid in mouse T lymphocyte cell line EL-4 // Toxicon. 2012. Vol. 60. P. 1049-1056. doi: 10.1016/ j.toxicon.2012.07.008.

32. Alfonso A., Alfonso C. Pharmacology and mechanism of action: bio­logical detection // Seafood and Freshwater Toxins: Pharmacology, Physiology, and Detection. 2nd ed. / ed. L.M. Botana. Boca Raton : Taylor and Francis Group, 2008. P. 315-327.

33. Orsi C.F., Colombari B., Callegari F. et al. Yessotoxin inhibits phago­cytic activity of macrophages // Toxicon. 2010. Vol. 55. P. 265-273. doi: 10.1016/j.toxicon.2009.07.033.

34. Malagoli, D., Casarini L., Sacchi S., Ottaviani E. Stress and immune response in the mussel Mytilus galloprovincialis // Fish Shellfish Immunol. 2007. Vol. 23. P. 171-177. doi: 10. 1016/j.fsi.2006.10.004.

35. Malagoli D., Ottaviani E. Yessotoxin affects fMLP-induced cell shape changes in Mytilus galloprovincialis immunocytes // Cell Biol. Int. 2004. Vol. 28. P. 57-61. doi: org/10.1016/j.cellbi.2003.10.003.

36. Korsnes M.S., Espenes A., Hermansen L.C. et al. Cytotoxic respons­es in BC3H1 myoblast cell lines exposed to 1-desulfoyesso-toxin // Toxicol. in Vitro. 2013. Vol. 27. P. 1962-1969. doi: 10.1016/j.tiv.2013.06.012.

37. Botana L.M., Alfonso A., Vale C. et al. The mechanistic complexi­ties of phycotoxins: Toxicology of azaspiracids and yessotoxins // Advances in Molecular Toxicology / eds J.C. Fishbein, J. Heilman. Philadelphia : Elsevier, 2014. Vol. 8. P. 1-26.

38. Korsnes M.S., Korsnes R. Mitotic catastrophe in BC3H1 cells follow­ing yessotoxin exposure // Front. Cell Dev. Biol. 2017. Vol. 5. P. 30.doi: 10.3389/fcell.2017.00030.

39. Rubiolo J.A., Lopes-Alonso H., Martinez P. et al. Yessotoxin induces ER-stress followed by autophagic cell death in glioma cells medi­ated by mTOR and BNIP3 // Cell Signal. 2014. Vol. 26. P. 419-432.doi: 10.1016/j.cellsig.2013.10.004.

40. Terao K., Ito E., Oarada M. et al. Histopathological studies on experimental marine toxin poisoning-5. The effects in mice of yessotoxin isolated from Patinopecten yessoensis and of a desulfated derivative // Toxicon. 1990. Vol. 28. P. 1095-1104.

41. Rodriguez L.P., Gonzalez V., Anibal Martinez A. et al. Occurrence of lipophilic marine toxins in shellfish from Galicia (NW of Spain) and synergies among them // Mar. Drugs. 2015. Vol. 13. P. 1666­1687. doi:10.3390/md13041666.

42. Tubaro A., Sosa S., Carbonnato M. et al. Oral and intraperitoneal acute toxicity studies of yessotoxin and homoyessotoxins in mice // Toxicon. 2003. Vol. 41. P. 783-792.

43. Toxicity equivalence factors for marine biotoxins associated with bivalve mollusks // Technical paper on toxicity equivalency factors for marine biotoxins associated with bivalve molluscs. Rome : FAO/WHO, 2016. 108 p.

44. Tubaro A., Dell'ovo V., Sosa S., Florio C. et al. Yessotoxins: a toxicological overview // Toxicon. 2010. Vol. 56. P. 163-172. doi: 10.1016/ j.toxicon.2009.07.038.

45. Ferreiro S.F., Vilarino N., Carrera C. et al. Subacute cardiovascular toxicity of the marine phycotoxin azaspiracid-1 in rats // Toxicol. Sci. 2016. Vol. 151, N 1. P. 104-114. doi: 10.1093/toxsci/kfw025.

46. Wang D.-Z. Neurotoxins from marine dinoflagellates: a brief review // Mar. Drugs. 2008. Vol. 6. P. 349-371. doi: 10.3390/md20080016.

47. Munday R. Toxicology of seafood toxins: a critical review // Seafood and Freshwater Toxins: Pharmacology, Physiology and Detection. 3rd ed. / ed. L.M. Botana. Boca Raton : CRC Press, 2014. P. 197­290.

48. Franchini A., Marchesini E., Poletti R., Ottaviani T. Lethal and sub-lethal yessotoxin dose-induced morpho-functional alterations in intraperitoneal injected Swiss CD1 mice // Toxicon. 2004. Vol. 44, N 1. P. 83-90. doi: 10.1016/j.toxicon.2004.04.012.

49. Lucke-Wold Br. P., Turnera R.C., Logsdon A.F. et al. Common mechanisms of Alzheimer's disease and ischemic stroke: the role of protein kinase C in the progression of age-related neurodegeneration // J. Alzheimers Dis. 2015. Vol. 43, N 3. P. 711-724. doi: 10.3233/JAD-141422.

50. Ferron P.-J., Dumazeau K., Jean-Franзois Beaulieu J.-F. et al. Com­bined effects of lipophilic phycotoxins (okadaic acid, azapsiracid-1 and yessotoxin) on human intestinal cells models // Toxins. 2016. Vol. 8. P. 50. doi: 10.3390/toxins8020050.

51. Wang L., Branson O.E., Shilo K. et al. Proteomic signatures of thymomas // PLoS One. 2016. Vol. 11, N 11. 21 p. doi: 10.1371/journal. pone.0166494.

52. Enkner F., Pichllmjer B., Zaharie F.T. et al. Molecular profiling of thymoma and thymic carcinoma: genetic differences and poten­tial novel therapeutic targets // Pathol. Oncol. Res. 2017. Vol. 23. P. 551-564. doi: 10.1007/s12253-016-0144-8.

53. Munday R., Reeve J. Risk assessment of shellfish toxins // Toxins. 2013. Vol. 5. P. 2109-2137. doi: 10.3390/toxins5112109.

54. Commission Regulation (EU) No 786/2013 of 16 August 2013 amending Annex III to Regulation (EC) No 853/2004 of the European Parliament and of the Council as regards the permitted limits of yessotoxins in live bivalve mollusks // Official Journal of the European Union. 2013. L 220/14.