Comparative evaluation of vitamin status and biochemical markers of metabolic syndrome on the models of rodents receiving rations with high quotas of different sugars

Abstract

Metabolic syndrome (MS) is one of the leading causes of non-infectious pathology among the population of developed countries. It is necessary to have experimental in vivo mod­els of MS for pre-clinical testing of new approaches to its dietary therapy. The purpose of the study was a comparative analysis of functional, biochemical and vitamin markers that characterize the effect of diets with different composition of simple carbohydrates (sugars) on female Wistar rats and female C57Black/6J mice. Animals of each species (n=80) were divided into 5 groups of equal numbers. The animals of the 1st (control) group received a balanced semi-synthetic diet, and the animals of groups from the 2nd to the 5th -the same diet and 30% solutions of sugars - glucose (Gl), fructose (Fr), equimolar mix­ture Gl and Fr and sucrose instead of water, in the regime of free access for up to 133 days. Measured values included blood pressure, mass of internals, biochemical parameters of blood plasma, the activity of CYP1A1, CYP1A2, CYP2B1, CYP3A and glutathione transferase (GT) in liver, glutathione peroxidase (GP) in erythrocytes, the content of vitamins A and E in blood plasma and in liver, the level of vitamins B1 and B2 and nicotinamide coenzymes in liver. Interspecific differences in the response to sugars mani­fested in a decrease in the solid diet consumption in mice (in contrast to rats), so that the total consumed energy value in experimental groups of mice did not differ systemati­cally from control, and the weight gain was reduced. Liver was the most sensitive organ to addition of sugars in both rats and mice with mass significantly increasing by the 2nd and the 4th months of the experiment. Hyperglycemia and triglyceridemia were the most noticeable in rats receiving Fr. The concentration of phosphorus increased significantly in blood plasma of all rats groups that received sugars. In rats there was a decrease in the activity of CYP1A1 and CYP1A2 in groups 3 and 5, the activity of CYP2B1 in groups 2 and 5, the increase in HT activity in groups 2, 4 and 5, and GP in group 3 at 56th day of experiment. There was a significant decrease in this index in group 3 at the 56th and the 133rd days of the experiment, and in groups 4 and 5 - at the 56th day. Plasma tocopherol to triglycerides ratio decreased in rats of group 3 at the 56th and 133rd days, groups 4 и 5 - at 56th day, which indicated the decrease of vitamin E safety. Sugars consumption suppressed retinol palmitate accumulation in the liver of rats and mice, and alpha-tocopherol in mice. It was concluded that Fr had the greatest effect on the studied indicators of the organism, and the rats showed the most significant similarity with the clinical picture of MS.

Keywords:metabolic syndrome, rats, in vivo models, sugars, biomarkers, vitamins, vitamin status

Voprosy pitaniia [Problems of Nutrition]. 2017; 86 (6): 42-55. doi: 10.24411/0042-8833-2017-00005.

Метаболический синдром (МС), вызванный потреб­лением рационов с энергетической ценностью, значительно превосходящей фактические энерготраты организма, является одной из ведущих причин раз­вития тяжелых неинфекционных патологий (ожирение, сахарный диабет 2 типа, неалкогольный стеатогепатит, атеросклероз, подагра, аллергические заболевания) среди взрослого населения развитых стран. По данным Всемирной организации здравоохранения, распростра­ненность МС среди мужчин моложе 40 лет составляет 18,6%, в возрасте 40-55 лет - 44,4%, среди женщин -7,3 и 20,8% соответственно [1]. В основе патогенеза МС -развитие инсулиновой резистентности, т.е. утраты или резкого снижения в органах и тканях способности адекватно реагировать на инсулин повышением абсорбции глюкозы, активацией липогенеза, запасанием гликогена с соответствующим снижением липолиза и глюконеогенеза [2]. Классический симптомокомплекс, сопровождаю­щий развитие МС, включает повышение уровня глюкозы в плазме крови, гиперинсулинемию, гипертриглицеридемию, повышенное артериальное давление, избыточ­ное отложение жира в брюшной полости. В настоящее время актуален вопрос о персонализированных методах диетической коррекции МС, основанных на применении диет с индивидуально подобранным соотношением макронутриентов и физиологически активных микронутриентов в зависимости от генетических полиморфизмов и метаболического статуса больных. Для разработки таких подходов на доклинической стадии актуально наличие экспериментальных моделей МС, позволяющих проводить разностороннюю оценку влияния предлагае­мых лечебных мероприятий на биологические маркеры развития МС, что в условии клинических наблюдений практически не представляется возможным по причи­нам этического и технического характера. Для создания моделей МС в настоящее время наиболее часто исполь­зуют лабораторных грызунов (мыши, крысы, хомячки различных линий) [3, 4]. Помимо моделей, воспроизводи­мых у животных с генетическими дефектами отдельных звеньев углеводного и энергетического обмена, распро­странение получили модели, использующие кормление конвенциональных (аутбредных и инбредных) линейных животных рационами с повышенными квотами легкоус­вояемых углеводов (моно- и дисахаридов) и/или жира [5-9]. Эти модели более релевантны ситуации развития МС среди генетически гетерогенной человеческой попу­ляции в условиях избыточного по энергетической цен­ности питания. Однако результаты различных работ по моделированию МС противоречивы и их трудно сравни­вать из-за использования в них животных разных видов и линий, получающих экспериментальные рационы, несо­поставимые по химическому составу. Кроме того, практи­чески все работы по моделированию МС проведены на самцах животных и не позволяют оценить особенности развития этой патологии у самок. Недостаточно изучено влияние высокоуглеводных и высокожировых диет на показатели статуса витаминов, участвующих в ключевых стадиях углеводного и энергетического обмена.

Целью настоящего исследования было проведение сравнительного анализа функциональных, биохимичес­ких и витаминных маркеров, характеризующих воздейст­вие рационов с различным составом легкоусвояемых углеводов на экспериментальных животных - самок-крыс линии Вистар и самок-мышей линии C57Black/6J, традиционно используемых при моделировании али­ментарно-зависимых заболеваний.

Материал и методы

Работа проведена на 80 крысах-самках аутбредной линии Wistar и 80 мышах-самках аутбредной линии C57Black/6J с исходной массой тела соответственно 130-150 и 15-17 г. Животных содержали группами по 2 (крысы) или 4 (мыши) особи в одной клетке при тем­пературе 21±1 °С и режиме освещения 12/12 ч. Работу с животными выполняли в соответствии с руководст­вом [10] и приказом [11]. Животные каждого вида были разделены на 5 групп равной численности по 16 особей. Средняя исходная масса тела в группах не различалась (р>0,05, ANOVA). Животные 1-х (контрольных) групп по­лучали сбалансированный полусинтетический рацион по AIN93 с некоторыми модификациями [12, 13] изначально из расчета 15 г сухого корма на крысу и 4 г на мышь в сутки, а животные опытных групп (2, 3, 4 и 5-й) - такой же рацион и 30% растворы легкоусвояемых углево­дов, соответственно: глюкозы, фруктозы, эквимолярной смеси глюкозы с фруктозой и сахарозы (далее сахара), в режиме свободного доступа. Количество съеденного рациона и выпитой жидкости фиксировали ежедневно. Крыс и мышей еженедельно взвешивали с точностью ±1 г, фиксировали заболеваемость, летальность, вне­шний вид, активность, состояние шерстного покрова, стула, особенности поведения. Артериальное давление крови (АД) измеряли с помощью хвостовой манжеты на приборе "Non Invasive Blood Pressure" ("ADinstruments", Австралия) на 52-е и 112-е сутки эксперимента. Вы­ведение животных (по 8 особей из каждой группы) из эксперимента осуществляли на 56-е и 133-и сутки путем декапитации под эфирной анестезией. Кровь собирали в мерные пробирки с 0,4 см3 1% гепарина, индиви­дуально фиксируя разведение каждой пробы. Отбор органов осуществляли стерильными хирургическими инструментами из нержавеющей стали. Массу органов определяли на лабораторных весах с точностью ±0,01 г. Сразу после отбора печень охлаждали на льду до темпе­ратуры 0-2 °С и проводили выделение микросомальной и цитозольной фракции методом дифференциального ультрацентрифугирования.

Биохимические показатели плазмы крови опреде­ляли на биохимическом анализаторе "Konelab 20i" (Финляндия) по стандартным методикам. Определение метоксирезоруфиндеалкилазной (МРОД) активности CYPM2 и пентоксирезоруфиндеалкилазной (ПРОД) ак­тивности CYP2В1 проводили с использованием метода [14]; этоксирезоруфиндеалкилазной (ЭРОД) активности CYP1А1 и 6β-тестостеронгидроксилазной (6βΤГ) актив­ности CYP3А - метода [15], глутатионтрансферазы (ГТ) цитозоля печени согласно [16], глутатионпероксидазы (ГПО) эритроцитов по [17] с незначительными модификациями. Содержание витаминов А (ретинола и пальмитата ретинола) и Е -токоферола) в плазме крови и в гомогенате печени определяли методом обращенно-фазовой ВЭЖХ со спектрофлуориметрическим детектированием, содержание в печени вита­мина В1 - флуориметрически тиохромным методом, витамина В2 - флуориметрическим титрованием рибофлавин-связывающим апобелком, окисленных и восстановленных никотинамидных коферментов -флуориметрическим методом, как указано в [18].

Статистическую обработку данных проводили с ис­пользованием параметрических критериев ANOVA, двустороннего f-критерия Стьюдента для несвязанных показателей с поправкой Levine на неравенство вы­борочных дисперсий, непараметрического критерия Манна-Уитни при уровне значимости p<0,05.

Результаты

Как следует из данных рис. 1, на протяжении экспе­римента удельная энергетическая ценность рациона (с учетом потребленных сахаров) у крыс и мышей систе­матически снижалась, несмотря на наличие определенных колебаний по дням эксперимента. При этом у крыс контрольной группы в период с 40-го по 110-й день энер­гетическая ценность рациона была на протяжении более чем 80% этого отрезка времени снижена в сравнении с калорийностью диеты животных опытных групп, полу­чавших сахара. У мышей на протяжении большей части эксперимента контрольный и опытные рационы были в основном изокалорийны, за исключением промежутка между 90-м и 114-м днями опыта.

Скорость прибавки массы тела у крыс (рис. 2) достоверно не различалась между группами (р>0,05, ANOVA), хотя и имелась тенденция к несколько меньшей прибавке у животных контрольной группы, наиболее заметная в срав­нении с 5-й группой (сахароза). В отличие от этого у мышей в течение второй половины эксперимента наблюдалось достоверное отставание в скорости роста животных 3, 4, 5-й групп, в рационе которых присутствовали фруктоза либо сахароза в сравнении с контролем (p<0,05, ANOVA).

Определение систолического АД у крыс показало (рис. 3), что в результате потребления рационов с фрук­тозой, смеси фруктозы с глюкозой и сахарозы уже через 2 мес наблюдается его достоверное повышение в срав­нении с данным показателем у животных контрольной группы, а в случае сахарозы (5-я группа) также и диастолического АД. К 4 мес эксперимента выраженность этих эффектов нарастает: наблюдается достоверное повышение как систолического, так и диастолического АД во всех группах животных, получавших сахара.

Данные оценки относительной массы органов и тка­ней при выведении животных из эксперимента (рис. 4) свидетельствуют, что у крыс и мышей наиболее под­вержена влиянию добавок сахаров к рациону печень, масса которой достоверно увеличивается на 2-м и 4-м месяцах эксперимента. Достоверное увеличение массы почек наблюдалось у мышей всех опытных групп, за исключением получавших глюкозу. У крыс данный эф­фект отсутствовал. Кроме того, у мышей в отличие от крыс в 3-й и 5-й группах (добавки фруктозы и сахарозы) незначительно по величине (менее чем на 20%), но значимо возрастала масса головного мозга (данные не показаны). Масса забрюшинной жировой ткани мышей, получавших только фруктозу, была достоверно снижена по сравнению с контролем, тогда как у крыс отмечалась тенденция к возрастанию массы забрюшинного жира при потреблении фруктозы, наиболее заметная при сравнении животных 4-й группы (15% фруктоза + 15% глюкоза) со 2-й группой (только глюкоза) (р<0,05).

Анализ биохимических маркеров плазмы крови (табл. 1) выявил наличие гипергликемии, особенно заметной в сравнении с контролем в группах крыс, по­лучавших источники фруктозы (с 3-й по 5-ю). Дру­гим эффектом, наблюдавшимся в 3, 4 и 5-й группах, было достоверное повышение уровня триглицеридов в первые 2 мес эксперимента. При этом достовер­ное повышение уровня холестерина отмечено только во 2-й группе (прием глюкозы). В дальнейшем за счет роста этих показателей в контрольной группе, связан­ного с возрастными изменениями в организме живот­ных, указанные эффекты нивелировались. У всех крыс, получавших сахара, установлено достоверное повы­шение в плазме крови концентрации фосфора, при­том что содержание кальция оставалось практически неизменным, за исключением небольшого повышения в 4-й группе на 133-и сутки опыта.

Результаты определения у крыс активности фер­ментов системы детоксикации ксенобиотиков (рис. 5) показали, что при продолжительности эксперимента 56 сут наблюдается снижение активности CYP1A1 и CYP1A2 в 3-й (фруктоза) и 5-й (сахароза) группах, активности CYP2B1 во 2-й (глюкоза) и 5-й (сахароза) группах, сопровождающееся возрастанием активности ГТ во 2, 4 и 5-й группах и ГПО в 3-й группе. При дли­тельности кормления животных 133 сут достоверные изменения выявлены в активности CYP3A у крыс всех групп, получавших фруктозу либо ее источники (с 3-й по 5-ю).

Введение в рацион крыс сахаров не отразилось на содержании как окисленных, так и восстановленных никотинамидных коферментов в печени (данные не показаны, р>0,05). Общее содержание витамина В2 (см. табл. 2) было статистически значимо повышено в печени всех крыс, получавших сахара, причем в на­ибольшей степени у получавших фруктозу. У животных этой группы было также достоверно повышено содержа­ние в печени витамина В1.

Как видно из данных рис. 6, замена в рационе жи­вотных воды на растворы сахаров, вне зависимости от их выбора или сочетания, в течение 56-х и 133-х суток не отражалась на концентрации ретинола в плазме крови крыс. Содержание α-токоферола в плазме ха­рактеризовалось статистически значимым повышением на 56-е сутки опыта только у крыс, получавших фрук­тозу. При оценке статуса токоферола плазмы по его соотношению к уровню триглицеридов было, тем не менее, отмечено достоверное снижение этого показателя в 3-й группе (фруктоза) на 56-е и 133-и сутки опыта и в 4-й (глюкоза + фруктоза) и 5-й (сахароза) группах -на 56-е сутки.

Сравнение влияния рационов крыс и мышей на мар­керы обмена жирорастворимых витаминов в печени на 56-е (табл. 3) и 133-и сутки опыта (табл. 4) показывает, что у животных обоих видов потребление добавленных сахаров (независимо от их состава) подавляет накоп­ление пальмитата ретинола, причем у крыс данный эффект развивается быстрее (уже к 56-м суткам опыта). У мышей потребление добавок фруктозы или сахарозы (с 3-й по 5-ю группы) препятствует накоплению α-токо­ферола на 56-е сутки; у крыс, в отличие от мышей, этот эффект является достоверным только для сахарозы и глюкозы. На 133-е сутки эксперимента снижение уровня α-токоферола отмечается у мышей только при потреблении сахарозы, а крыс - глюкозы.

Обсуждение

Полученные результаты свидетельствуют о значи­тельных различиях в характере специфического дейс­твия легкоусвояемых сахаров на организм. После всасывания в пищеварительном тракте и поступлении в печень с током воротной вены пути ассимиляции глюкозы и фруктозы, как известно, принципиально различаются [3]. Глюкоза после фосфорилирования до глюкозо-6-фосфата может как депонироваться в форме гликогена, так и трансформироваться во фруктозо-6-фосфат с его включением в процессы образования трехуглеродных фрагментов в ходе гли­колиза. Последнее направление метаболизма лимити­ровано стадией превращения в фруктозо-1,6-дифос-фат под действием медленной фосфофруктокиназы. В отличие от этого, фруктоза фосфорилируется до фруктозо-1-фосфата, который далее быстро дегради­рует до трехуглеродных фрагментов, таких как глицеральдегид и диоксиацетонфосфат, выступающих в роли предшественников глицерина и ацетил-КоА, т.е. субстратов биосинтеза липидов de novo. Процессы ассимиляции фруктозы, в отличие от глюкозы, явля­ются инсулиннезависимыми [1], а при поступлении фруктозы в смеси с глюкозой или в составе сахарозы стимулируемая глюкозой секреция инсулина приводит к подавлению липолиза [2, 3], что только усиливает липогенный эффект фруктозы. Этому соответствует на­блюдавшееся у крыс повышение уровня триглицеридов плазмы крови (при практически неизменном уровне холестерина) и возрастание массы печени (указываю­щее на возможность развития жирового гепатоза) при потреблении всех добавок, являющихся источниками фруктозы. Накопление жира в печени, провоцирующее инсулиновую резистентность и хроническое воспаление, сопровождается выделением провоспалительных цитокинов и подавлением активности комплекса генов, включая ген транскрипционного фактора HNF4a (ядерный фактор гепатоцитов 4-а) [19]. Недостаток HNF4a, стимулирующего в ансамбле с рецепторами ксенобиотиков PXR и CAR экспрессию белков семейст­ва цитохрома Р450 [20], приводит к наблюдавшемуся нами снижению активности ряда микросомальных монооксигеназ при потреблении животными источников фруктозы. Поступление избытка глюкозы в организм приводит к компенсаторному возрастанию активности ГТ, наиболее заметному в 5-й группе (прием сахарозы). У животных, получающих фруктозу, этого, однако, не наблюдается, что может быть связано с установленным нами ранее отрицательным влиянием этого углевода на активность ключевого гена GSTA2, кодирующего наиболее распространенную изоформу данного фер­мента [21]. В этом случае включается, по-видимому, альтернативный механизм противодействия избы­точному поступлению простых углеводов, связанный с экспрессией ГП, что и наблюдается в 3-й группе.

Следствием потребления крысами сахаров было уве­личение в течение большей части эксперимента общей энергетической ценности рациона, что приводило к нарастанию АД и появлению к 4 мес признаков нефропатии, т.е. признаков, свойственных развитию МС [1, 3]. Наиболее характерным биохимическим признаком вли­яния сахаров на водно-минеральный обмен было воз­растание уровня фосфора в плазме крови, связанное, как можно предположить, с усилением при триглицеридемии резорбции костной ткани из-за нарушения при этом передачи сигнала по оси гормона паращитовидной железы [22]. При этом уровень Са2+ плазмы крови, ак­тивно гомеостазируемого за счет ряда регуляторных ме­ханизмов [23], оставался без существенных изменений.

Межвидовые различия в реакции организма крыс и мышей на поступающие с рационом сахара про­являлись в первую очередь в снижении у последних поедаемости основного твердого рациона, вследствие чего общая потребляемая энергетическая ценность у мышей, получающих сахара (в отличие от крыс), не имела систематических отличий от контроля. Можно предположить, что у мышей, в силу более высокой интенсивности по сравнению с крысами процессов термогенеза, протекающих за счет окисления жирных кислот в бурой жировой ткани, потребление высоко­углеводных рационов приводило к парадоксальному снижению массы жировой ткани. По данным [23], в ус­ловиях, идентичных настоящему эксперименту, прием фруктозы самками мышей C57Black/6J, в отличие от самок крыс, не приводил к повышению уровня триглицеридов, холестерина, соотношения липопротеинов низкой плотности к липопротеинам высокой плотности и накоплению общего и забрюшинного жира. При этом, как показывают полученные нами данные, потребление мышами фруктозы сопровождается признаками токси­ческого действия на печень, а проявления нефропатии оказывались даже более выраженными, чем у крыс. Это указывает на различия в дисрегуляторных эффектах фруктозы у двух видов грызунов, требующие дополни­тельного изучения.

Влияние потребления избытка углеводов на показа­тели витаминной обеспеченности в доступной литера­туре изучено недостаточно. Относительно одинаковое существенное снижение содержания производного ре­тинола в печени как крыс (на 20,8-34,2%), так и мышей (на 32,4-52,4%), независимо от состава потребляемых сахаров, может быть тривиально объяснено снижением потребления витамина животными всех опытных групп за счет уменьшения поедаемости твердого корма, ана­логично тому, как это наблюдали в [18]. Характерно в этой связи, что прием фруктозы не оказывал значи­мого влияния на экспрессию ключевого гена обмена ре­тинола Retsat [21]. Однако достоверное и значительное повышение уровня токоферола в плазме крови крыс, по­лучавших фруктозу на 56-е сутки опыта, и содержания в их печени витаминов В1 и В2 нетривиально и требует от­дельного объяснения. Наличие явной корреляции в по­вышении уровней токоферолов и триглицеридов плазмы крови у этих животных может рассматриваться как при­знак перенапряжения системы защиты организма от перекисного окисления липидов при гипертриглицериде-мии. При выражении содержания токоферолов в плазме крови в расчете на концентрацию общих триглицеридов видно, что представленный таким образом показатель обеспеченности этим витамином достоверно снижается во всех группах крыс, получающих фруктозу или ее ис­точники. По данным литературы, при метаболическом синдроме у людей снижается уровень токоферолов, со­отнесенный на содержание липидов, вследствие окис­лительного стресса и воспаления [25-27]. Тем самым данные проведенного эксперимента подтверждают, что соотношение токоферол/триглицериды в плазме крови является чувствительным маркером МС, вызванного потреблением избыточного количества фруктозы.

Усиление в печени процессов образования трехуглеродных фрагментов сахаров, вызванное потреблением избытка фруктозы, сопровождается, предположительно, экспрессией ферментов терминальных стадий глико­лиза и цикла трикарбоновых кислот, многие из которых являются тиамин- и ФАД-зависимыми, следствием чего может быть накопление соответствующих витаминов в печеночной ткани.

Таким образом, изучение влияния различных до­бавок сахаров на функциональные и биохимические маркеры МС у самок крыс и мышей показало, что фруктоза в сравнении с другими применявшимися сахарами (глюкоза, сахароза) оказывает наибольшее воздействие на эти показатели, причем у самок крыс (в отличие от мышей) выявленные изменения проявляют значительное сходство с наблюдаемой клинической картиной МС.

Существовавшее в классической диетологии мнение о пользе фруктозы как заменителя сахара при пост­роении рационов с редуцированной калорийностью базировалось на большей (в сравнении с глюкозой и сахарозой) сладости этого углевода и его способнос­тью усваиваться по инсулин-независимому пути [28]. В последнее время представления о ценности примене­ния фруктозы в диетическом питании активно пересмат­риваются в аспекте недавно полученных данных о не­благоприятном влиянии этого углевода на центральные механизмы регуляции липидного обмена, чувства голода и насыщения, опосредуемые системой метаболизма АТФ и основного интермедиата липогеназа - малонил-КоА в дугообразном ядре гипоталамуса [29]. Полученные результаты в данном исследовании также согласуются с необходимостью ограничения потребления фруктозы с рационом в целях профилактики развития метаболи­ческого синдрома, сахарного диабета 2 типа и ожире­ния, не менее (а возможно и более) строгого, чем для остальных видов легкоусвояемых углеводов.

Работа выполнена при финансовой поддержке ФАНО России, задание № 0529-2015-0006 "Поиск новых молекулярных маркеров алиментарно-зависимых заболеваний: геномный и постгеномный анализ".

Литература

1. Метаболический синдром / под ред. Г.Е. Ройтберга. М. : МЕДпресс-информ, 2007. 224 с.

2. Rask-Madsen C., Kahn C.R. Tissue-specific insulin signaling, meta­bolic syndrome and cardiovascular disease // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2012. Vol. 32, N 9. P. 2052-2059.

3. Rutledge A.C., Khosrow A. Fructose and the metabolic syndrome: pathophysiology and molecular mechanisms // Nutr. Rev. 2007. Vol. 65, N 6. P. S13-S23.

4. Wong S.K., Chin K.-Y., Suhaimi F.H., Fairus A., Ima-Nirwana S. Ani­mal models of metabolic syndrome:a review // Nutr. Metab. 2016. Vol. 13. P. 65.

5. Mamikutty N., Thent Z.C., Sapri S.R., Sahruddin N.N., Mohd Yusof M.R., Haji Suhaimi F. The establishment of metabolic syndrome model by induction of fructose drinking water in male Wistar rats // Biomed Res. Int. 2014. Article ID 263897.

6. DiLuccia B., Crescenzo R., Mazzoli A., Cigliano L.,Venditti P., WalserJ.C. et al. Rescue of fructose-induced metabolic syndrome by antibiotics or faecal transplantation in a rat model of obesity // PLoS One. 2015. Vol. 10. Article ID e0134893.

7. Oron-Herman M., Kamari Y., Grossman E., Yeger G., Peleg E., Shabtay Z. et al. Metabolic syndrome: comparison of the two commonly used animal models // Am. J. Hypertens. 2008. Vol. 21. P. 1018-1022.

8. Fraulob J.C., Ogg-Diamantino R., Fernandes-Santos C., Aguila M.B., Mandarimde-Lacerda C.A. A mouse model of metabolic syndrome: insulin resistance, fatty liver and non-alcoholic fatty pancreas dis­ease (NAFPD) in C57BL/6 mice fed a high fat diet // J. Clin. Biochem. Nutr. 2010. Vol. 46. P. 212-223.

9. Gancheva S., Zhelyazkova-Savova M., Galunska B., Chervenkov T. Experimental models of metabolic syndrome in rats // Scr. Sci. Med. 2015. Vol. 47. P. 14-21.

10. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. / Commit­tee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals; Institute for Laboratory Animal Research (ILAR); Division on Earth and Life Studies (DELS); National Research Council of the national academies. Washington : The National Academies Press, 2011.

11. Приказ Минздрава России от 01.04.2016 № 193н "Об утверждении правил надлежащей лабораторной практики".

12. Reeves P.C. AIN-93 purified diets for the study of trace elements metabolism in rodents // Trace Elements in Laboratory Rodents / ed. R.R. Watson. New York, etc. : CRC Press, 2000.

13. Кравченко Л.В., Аксенов И.В., Трусов Н.В., Гусева Г.В., Авреньева Л.И. Влияние количества жира в рационе на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков и антиоксидантной защиты у крыс // Вопр. питания. 2012. Т. 81, № 1. С. 24-29.

14. Burke M.D., Mayer R.T. Differential effects of phenobarbitone and 3-methylcholanthrene induction on the hepatic microsomal metabolism and cytochrome P-450-binding of phenoxazone and a homologous series of its n-alkyl ethers (alkoxyresorufins) // Chem. Biol. Interact. 1983. Vol. 45, N 2. Р. 243-258.

15. Nakajima M., Nakamura S., Tokudome S. et al. Azelastine N-demethylation by cytochrome P-450 (CYP)3A4, CYP2D6, and CYP1A2 in human liver microsomes: evaluation of approach to predict the contribution of multiple CYPs // Drug Metab. Dispos. 1999. Vol. 27, N 12. Р. 1381-1391.

16. Habig W.H., Pabst W.J., Jacoby W.B. Glutathione S-transferases. The first enzymatic step in mercapturic acid formation // J. Biol. Chem. 1974. Vol. 249, N 22. P. 7130-7139.

17. Разыграев А.В. Метод определения глутатионпероксидазной активности с использованием пероксида водорода и 5,5'-дитиобис(2-нитробензойной кислоты) // Клинико-лабораторный консилиум. 2004. №. 4. С. 19-22.

18. Апрятин С.А., Вржесинская О.А., Бекетова Н.А., Кошелева О.В., Кудан П.В., Евстратова А.Д. и др. Показатели обеспеченности витаминами при экспериментальной алиментарной гиперлипидемии у грызунов // Вопр. питания. 2017. Т. 86, № 1. С. 6-16.

19. Vachirayonsti T., Ho K.W., Yang D., Yan B. Suppression of the preg­nane X receptor during en-doplasmic reticulum stress is achieved by down-regulating hepatocyte nuclear factor-4a and up-regulating liver-enriched inhibitory protein // Toxicol. Sci. 2015. Vol. 144, N 2. P. 382-392.

20. Jover R., Moya M., Gomez-Lechon M.J. Transcriptional regulation of cytochrome P-450 genes by nuclear factor 4-alpha // Curr. Drug Metab. 2009. Vol. 10, N 5. P. 508-519.

21. Апрятин С.А., Трусов Н.В., Балакина А.С., Ригер Н.А., Гмошинский И.В. Изменение транскриптомного профиля печени крыс линии Wistar при экспериментальной алиментарной гиперлипидемии // Материалы Всерос. конф. с международным учас­тием "Профилактическая медицина-2016*. Ч. 1. СПб., 2016. С. 34-39.

22. Pirih F., Lu J., Ye F., Bezouglaia O., Atti E., Ascenzi M.G. et al. Adverse effects of hyperlipidemia on bone regeneration and strength // J. Bone Miner. Res. 2012. Vol. 27. P. 309-318.

23. Hurwitz S. Homeostatic control of plasma calcium concentration // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 1996. Vol. 31, N 1. P. 41-100.

24. Апрятин С.А., Мжельская К.В., Трусов Н.В., Балакина А.С., Кулакова С.Н., Сото Х.С. и др. Сравнительная характеристика iri vivo моделей гиперлипидемии у крыс линии Вистар и мышей линии C57Bl/6 // Вопр. питания. 2016. Т. 85, № 6. C. 14-23.

25. Бекетова Н.А., Спиричева Т.В., Переверзева О.Г., Кошелева О.Г., Вржесинская О.А., Харитончик Л.А. и др. Изучение обеспе­ченности водо- и жирорастворимыми витаминами взрослого трудоспособного населения в зависимости от возраста и пола // Вопр. питания. 2009. Т. 78, № 6. С. 53-59.

26. Mah E., Sapper T.N., Chitchumroonchokchai C., Failla M.L., Schill K.E., Clinton S.K. et al. α-Tocopherol bioavailability is lower in adults with metabolic syndrome regardless of dairy fat co-ingestion: a randomized, double-blind, crossover trial // Am. J. Clin. Nutr. 2015. Vol. 102, N 5. P. 1070-1080.

27. Светикова А.А., Вржесинская О.А., Коденцова В.М., Бекетова Н.А., Переверзева О.Г., Погожева А.В. и др. Витаминный статус и минеральная плотность костной ткани у больных с ожирением и сердечно-сосудистой патологией // Вопр. питания. 2008. Т. 77, № 3. С. 39-44.

28. Петровский К.С. Гигиена питания. М. : Медицина, 1975. С. 50.

29. Lane M.D., Cha S.H. Effect of glucose and fructose on food intake via malonyl-CoA signaling in the brain // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2009. Vol. 382, N 1. P. 1-5.