Streptozotocin induced diabetes rat models

AbstractThe introduction of chemical compounds in diabetes modeling can't adequately reflect the development of the disease. However, the choice of an experimental model of diabetes type 1 or 2 is largely determined by the purpose of the research: testing of pharmacological activity, genetic research or clarifying the mechanisms of disease development. The high cost of respective genetic lines of laboratory animals, the complexity of reproduction of the model, the special conditions of care and a high degree of inbreeding determine the necessity for the development, testing, and improvement of non-genetic models. The most widely used chemical models of type 1 diabetes in modern experimental diabetology are alloxan models and of type 2 or mixed type diabetes are streptozotocin models. Sensitivity to the introduction of the diabetogenic compounds can essentially depend on the species, but also on animal genetic line and its age. The results of studies in which the injection of streptozotocin (STZ) to laboratory animals (mice and rats) simulated type 2 diabetes are shown. It is noted thatpre-treatment with nicotinamide can simulate the state more appropriate to type 2 diabetes. Taking into account the leading role of abdominal obesity as a risk factor for type 2 diabetes, considerable attention in the article is paid to the modeling of type 2 diabetes by STZ-injection and high-fat diet. As alternative models of a type 2 diabetes in rodents also induce by streptozotocin injection and high fructose diet. The combined effect of low dose STZ and high fructose diet allows in relatively short period induce the development of type 2 diabetes in rats. It is concluded that the modeling of diabetes by STZ injection are widely demand for the optimization screening of biologically active substances with antidiabetic action in experiments in vivo and is a step before their clinical trials in the composition of specialized preventive and therapeutic products.

Keywords:experimental model, diabetes, streptozotocin

Вопр. питания. 2016. № 4. С. 14-22.

Как уже отмечалось в наших предыдущих публикациях, прогресс молекулярной биологии позволил использовать при моделировании in vivo сахарного диабета (СД) трансгенных и нокаутных животных [1, 2]. Экстраполяции результатов, полученных при моделировании СД с использованием генетических линий лабораторных животных, на организм человека существенно более оправдана по сравнению с так называемыми химическим моделями СД [2, 3]. Однако выбор той или иной экспериментальной модели СД 1 или 2 типа во многом определяется целью исследования, а именно тестированием фармакологической активности, генетическими исследованиями или выяснением механизмов развития заболевания [4].

Высокая стоимость соответствующих генетических линий лабораторных животных, трудоемкость воспроизведения модели, специальные условия ухода и высокая степень инбридинга определяют необходимость разработки, апробации и совершенствования негенетических моделей [5]. Соответственно для оценки возможного использования природных биологически активных веществ (БАВ) в диетотерапии и профилактике СД наряду с генетическими линиями животных достаточно широко используются лабораторные грызуны с нарушениями углеводного обмена, индуцированными введением таких химических соединений, как аллоксан, стрептозото-цин (СТЦ), дитизон и некоторых других. Наибольшее распространение в современной экспериментальной диабетологии получили химические модели СД 1 типа, воспроизводимые введением аллоксана, являющегося продуктом распада мочевой кислоты (уреид мезокса-левой кислоты), избирательно поражающего β-клетки. Деструктивное действие аллоксана на β-клетки реализуется генерацией активных форм кислорода в циклической реакции с 5-гидроксибарбитуровой кислотой [6]. При аллоксан-индуцированном СД в панкреатических островках могут быть определены лишь единичные β-клетки с признаками значительной деструкции (конденсация хроматина ядер, отсутствие секреторных гранул и другие признаки значительных нарушений) [7].

Стрептозотоцин (N-нитрозопроизводное глюкозами-на, брутто формула C8H15N3O7) является антибиотиком широкого спектра действия и представляет собой, как и аллоксан, структурный аналог глюкозы. В результате внутрибрюшинного или внутривенного введения СТЦ переносится в β-клетки поджелудочной железы ГЛУТ-2 траспортером и вызывает алкилирование ДНК. Последующая активация поли(АДФ-рибоза)синтетазы ведет к истощению никотинамидадениндинуклеотида (НАД+), снижению клеточного уровня аденозинтрифосфорной кислоты, некрозу клеток и последующему ингибирова-нию продукции инсулина и развитию инсулинорезистент-ности [8]. Негативные проявления сопровождаются активацией свободнорадикального окисления вследствие избыточного образования оксида азота [5]. В отличие от аллоксана при моделировании СД введением животным оптимально подобранных доз СТЦ можно добиваться существенно меньшей деструкции β-клеток по сравнению с таковой при введении аллоксана. Подробное сравнительное обсуждение механизмов цитотоксичекого действия аллоксана и стрептозотоцина не входит в задачи данного обзора. Различные гипотетические механизмы патофизиологического действия аллоксана и СТЦ обсуждаются, в частности, в обзорных статьях [9, 10]. В зависимости от дозы и способа введения как аллок-сана, так и СТЦ моделируются состояния углеводного обмена, которые в той или иной степени соответствуют различным клиническим типам СД. Чувствительность к введению этих диабетогенных соединений может существенно зависеть не только от видовой принадлежности, но и от генетической линии животного и его возраста. Так, в работе [11] было показано повышение чувствительности крыс линии Sprague-Dawley к однократному внутрибрюшинному введению СТЦ по сравнению с бестимусными крысами линии Crl:NIH-Fox1RNU. Следует заметить, что авторы некоторых работ, в которых мышам или крысам вводятся значительные дозы СТЦ, не определяли тип разрабатываемых ими моделей СД [12-15]. Например, моделирование СД воспроизводили на крысах линии Вистар с исходной массой тела 180-210 г внутрибрюшинным введением СТЦ в дозе 50 мг на 1 кг массы тела однократно, развитие СД подтверждали через 120 ч и в дальнейший эксперимент отбирали животных с уровнем глюкозы на сытый желудок выше 250 мг% (13,89 мМ). Введение этим животным в течение 6 нед 3-(2,2,2-триметилгидразиний) пропиона-та, который является структурным аналогом γ-бутиробе-таина (предшественника карнитина), внутрибрюшинно или перорально оказывало гипогликемический и ги-полипидемический эффекты: снижение в крови уровня глюкозы, триглицеридов, замедление накопления гликированного гемоглобина, улучшение показателей теста толерантности глюкозы [14]. Гипогликемический эффект тестируемого соединения при моделировании СТЦ диабета авторы работы связывают с его способностью усиливать пролиферацию в выживших β-клетках. Однократное внутрибрюшинное введение СТЦ в дозе 40 мг на 1 кг массы тела вызывало стабильную гипергликемию у крыс-самцов линии Вистар (масса тела 200-250 г): содержание глюкозы в плазме крови у СТЦ-индуцированных крыс было более чем в 2,5 раза выше, чем у контрольных животных. Также была достоверно повышена концентрация триглицеридов [15].

Моделирование СД 2 типа введением СТЦ новорожденным животным осуществлено в ряде работ. В частности с использованием схемы, предложенной сравнительно давно в работах [16, 17], новорожденным беспородным белым крысятам одноразово внутривенно вводили СТЦ (100 мкг на 1 г массы тела) и затем вызывали абдоминальное ожирение, используя высокожировую диету [17]. Было установлено, что ведущую роль в развитии комплекса метаболических и функциональных изменений сердца у этих животных играет периферическая инсулинорезистентность. Неонатальная СТЦ модель СД 2 типа была воспроизведена в работе [18], выявившей при этой патологии нарушения в сопряженных с Gj-белками сигнальных каскадах, посредством которых осуществляется гормональное ингибирова-ние аденилатциклазы. Одноразовое внутрибрюшинное введение СТЦ двухдневным крысятам линии Вистар в дозировке 90 мг на 1 кг массы тела вызывало у них гипергликемию и оральную непереносимость глюкозы, выявляемые через 12 нед после инъекции СТЦ. У этих животных также были повышены уровни холестерина (ХС) и триглицеридов в сыворотке крови [19]. Существенно меньшую разовую дозировку СТЦ (20 мг на 1 кг массы тела), но внутривенно и 5-кратно использовали, моделируя СД 2 типа у крыс с массой тела 300-340 г, которым дополнительно через неделю подкожно вводили 0,2 мл полного адъюванта Фрейнда. Имели место гипергликемия и ультрамикроскопические признаки необратимого нарушения части панкреатических β-клеток [7].

Одним из возможных приближений большего соответствия стрептозотоциновой модели СД 2 типа является предварительное введение животным никотинамида, повышающее устойчивость β-клеток островков Лан-герганса к повреждающему действию СТЦ [20, 21]. Так, в работе [22] было показано, что однократное внутри-брюшинное введение никотинамида в дозе 180 мг на 1 кг массы тела крысы и последующее введение СТЦ (50 мг на 1 кг массы тела) позволяло моделировать СД 2 типа, характеризующийся нарушением реологических показателей крови, что делает возможным использовать эту модель для тестирования соответствующих корригирующих препаратов.

С учетом ведущей роли абдоминального ожирения как фактора риска различных алиментарно-зависимых хронических заболеваний значительное развитие получило моделирование СД 2 типа введением СТЦ на фоне высокожировой диеты. Обсуждение генетических и негенетических моделей СД 2 типа с использованием ожиревших лабораторных животных - грызунов представлено в обзорных статьях [3, 4]. В таблице, составленной с использованием данных, представленных в обзоре [3], дано определенное представление о СТЦ-моделирова-нии СД 2 типа в 2000-2013 гг.

Модель СД 2 типа на белых аутбредных крысах-самцах, которым двукратно внутрибрюшинно вводили СТЦ в дозе 35 мг на 1 кг массы тела, получающих рацион с повышенным содержанием (30% по калорийности) жирового компонента, была использована для тестирования влияния экстракта крапивы на некоторые показатели углеводного и липидного обмена [37]. У СТЦ-индуцированных животных уровень глюкозы в крови натощак варьировал от 10 до 32 ммоль/л, среднее содержание гликированного гемоглобина (HbA1c) 8,6%, а концентрация триглицеридов была повышена в 8 раз. Было показано достоверное (р<0,05) гипогли-кемическое и гиполипидемическое действие курсового введения экстракта: содержание глюкозы снизилось на 31-74%, среднее содержание HbA1c составило 7,8%, нормализовались уровень триглицеридов и индекс атерогенности, восстанавливалась чувствительность к инсулину. Идентичная модель была использована для тестирования влияния экстракта галеги лекарственной на метаболизм липидов [38]. Потребление экстракта снижало концентрацию глюкозы, HbA1c, общего ХС в крови и восстанавливало чувствительность к инсулину. Модель СД 2 типа воспроизводили в работе [39] на КМ-мышах [Chinese Kunming mice (Mus musculus, Km)], которым на фоне высокожирового рациона однократно вводили СТЦ в дозе 120 мг на 1 кг массы тела. Имели место выраженное повышение чувствительности к инсулину, снижение гипергликемии, увеличение экспрессии транспортера глюкозы ГЛЮТ-4, повышение активности AMФ-активируемой протеинкиназы в печени и скелетных мышцах и другие антидиабетические эффекты, тестируемые у этих мышей, внутри-желудочно получавших традиционно используемый в китайской народной медицине метанольный экстракт Berberis julianae (барбарис Юлиана), содержащий 3,0% 1,2-берберина, и ряд других алкалоидов. СД 2 типа с ожирением моделировали, используя 7-недельных крыс-самцов линии Sprague-Dawley, у которых однократное введение СТЦ (50 мг на 1 кг массы тела) сочеталось с последующим потреблением в течение 2 нед высокожирового рациона (40% по калорийности) [3]. На фоне развившейся гипергликемии у этих животных отмечено достоверное увеличение содержания ТГ, свободных жирных кислот в крови и развитие инсулиноре-зистентности.

Модификация этой модели была осуществлена в работе [25]: крысы-самцы линии Sprague-Dawley массой тела 160-180 г получали в течение 2 нед рацион с еще большим содержанием жира (58% по калорийности). В конце этого срока у животных наблюдалось увеличение массы тела, содержания инсулина, глюкозы, триг-лицеридов и общего ХС, а также снижение скорости элиминации глюкозы при проведении теста углеводной нагрузки. После внутрибрюшинного введения СТЦ в дозе 35 мг на 1 кг массы тела у крыс, находившихся на высокожировой диете, наблюдалось достоверное снижение уровня инсулина (с 468 до 218 пмоль/л), а также повышение концентрации триглицеридов (с 70,7 до 173,4 мг/л), общего ХС (с 116 до 179 мг/л) и глюкозы (с 129 до 418 мг/л), в то время как у животных, находившихся на стандартной диете, введение СТЦ не приводило к изменению этих показателей (за исключением повышения в крови уровня глюкозы с 101 до 137 мг/л).

Моделирование СД 2 типа для исследования патогенеза диабетической кардиопатии было воспроизведено на крысах-самцах линии Вистар, которым однократно внутрибрюшинно вводили СТЦ (интервал доз 15-30 мг на 1 кг массы тела) на фоне высокожирового (60% жира по калорийности) рациона [40]. Тяжесть развития выявляемых нарушений зависела от дозы вводимого СТЦ. В дозах 15-20 мг на 1 кг массы тела модель в большей степени соответствовала СД 2 типа, а дальнейшее увеличение дозы СТЦ приводило к возникновению патологии, характерной для СД 1 типа (снижение концентрации инсулина почти в 3 раза с 3,03 до 1,04 мкг/л у СТЦ-ин-дуцированных животных по сравнению с контрольными). В то же время малые дозы СТЦ не приводили к достоверному снижению концентрации инсулина в крови.

У диабетических крыс-самцов линии Вистар массой тела 170-190 г, получавших высокожировой рацион (60% жира по калорийности) в течение 6 нед перед внутрибрю-шинной инъекцией СТЦ (35 мг на 1 кг массы тела) и 24 нед после его введения, оценивали макро- и микрососудистые осложнения и состояние углеводного и липидного обмена [41]. Были выявлены повреждения больших кровеносных сосудов и почечные нарушения. Показатели липидного и углеводного обмена: уровень глюкозы, HbA1c, триглицеридов, ХС общего и липопротеинов низкой плотности были также достоверно повышены.

Гипогликемическое влияние малата хрома, его влияние на липидный обмен и кишечную микрофлору было исследовано у крыс с СД 2 типа, которых в течение 2 мес кормили рационом с повышенным содержанием сахара и жира с последующим внутрибрюшинным введением СТЦ в дозировке 30 мг на 1 кг массы тела [42]. Уровень глюкозы натощак у животных с СТЦ-индуцированным СД был выше 11,1 ммоль/л, у диабетических животных был значительно повышен уровень инсулина и индекс инсулинорезистентности по сравнению с интактными животными, что позволило авторам сделать вывод о развитии СД 2 типа.

Для моделирования СД 2 типа мог быть использован также рацион, содержащий 20% жира (по калорийности), как это было продемонстрировано в работе [43], в которой использовали схемы с однократным или двукратным (с интервалом 2 нед) внутрибрюшинным введением СТЦ (45 мг/кг однократно или 39 мг/кг двукратно).

Наряду с моделью СТЦ-диабета 2 типа у ожиревших лабораторных животных, разработаны и используются альтернативные модели СТЦ-диабета 2 типа на грызунах, потребляющих рационы с высоким содержанием фруктозы. Инсулинорезистентность, нарушения углеводного и липидного обмена, проявление отдельных диабетических симптомов и осложнений у лабораторных грызунов индуцируются поступлением с пищей в течение относительно продолжительного времени большого количества фруктозы, которая может потребляться ad libitum с питьевой водой или с рационом [44-46]. Со-четанное действие СТЦ в низкой дозировке и высокоф-руктозного рациона позволяет в относительно короткий период времени индуцировать развитие диабета 2 типа у крыс, как это показано в работе [47]. У Sprague-Dawley крыс-самцов, получавших с питьем в течение 2 нед ad libitum 10% раствор фруктозы, которым затем внутри-брюшинно однократно вводили СТЦ (доза 40 мг на 1 кг массы тела), развивался СД 2 типа, характеризующийся инсулиновой резистентностью и частичной дисфункцией панкреатических β-клеток. Такая же доза СТЦ (40 мг на 1 кг массы тела) индуцировала развитие диабета у альбиносов крыс-самцов линии Вистар, получавших со стандартным кормом в течение 4 нед с питьем ad libitum 21% раствор фруктозы. У животных был повышен уровень глюкозы в крови и моче натощак, уровень глюкозы в крови при тестировании толерантности к глюкозе, были установлены существенные структурные и клеточные нарушения островков Лангерганса [48].

Заключение

Химические модели СД априори не могут удовлетворительно отражать процесс развития этого заболевания. Тем не менее моделирование СД смешанного или 2 типа введением СТЦ лабораторным грызунам позволяет оценивать гипогликемическое и/или липиде-мическое действие биологически активных соединений. Предварительное введение никотинамиада, а также потребление высокожирового или высокоуглеводного рационов в сочетании с введением СТЦ позволяет достигать большего соответствия СТЦ-модели диабету 2 типа. Моделирование СД введением СТЦ лабораторным грызунам широко востребовано для оптимизации поиска БАВ антидиабетического действия в опытах in vivo и является этапом, предшествующим их клиническим испытаниям в составе специализированных профилактических и/или лечебных продуктов.

Исследование выполнено за счет гранта Российского научного фонда (проект № 14-36-00041).

Литература

1. Мазо В.К., Сидорова Ю.С., Кочеткова А.А. Генетические модели сахарного диабета 2 типа на мышах для оценки эффективности минорных биологически активных веществ пищи // Вопр. питания. 2015. Т. 84, № 6. С. 63-68.

2. Мазо В.К., Мурашев А.Н., Сидорова Ю.С., Зорин С.Н., Кочеткова А.А. Генетические модели диабета типа 2 на крысах для оценки эффективности минорных биологически активных веществ пищи // Вопр. питания. 2014. Т. 83, № 6. С. 25-31.

3. Sos Skovso. Modeling type 2 diabetes in rats using high fat diet and streptozotocin // Diabetes Invest. 2014. Vol. 5, N 4. 349-358.

4. King A.J. The use of animal models in diabetes research // Br. J. Pharmacol. 2012. Vol. 166, N 3. P. 877-894.

5. Байрашева В.К. Моделирование сахарного диабета и диабетической нефропатии в эксперименте // Электронный журнал "Современные проблемы науки и образования". 2015. № 4.

6. Lenzen S. The mechanisms of alloxan- and streptozotocin-induced diabetes // Diabetologia. 2008. Vol. 51. P. S216-S226.

7. Снигур Г.Л., Смирнов А.В., Шмидт М.В., Почепцов М.Я. и др. Сравнительные аспекты ультраструктурных изменений инсулоцитов панкреатических островков при экспериментальном сахарном диабете // Волгоград. науч.-мед. журн. 2012. № 1. C. 108-111.

8. Sandler S., Swenne I. Streptozotocin, but not alloxan, induces DNA repair synthesis in mouse pancreatic islets in vitro // Diabetologia. 1983. Vol. 25. Р. 444-447.

9. Можейко Л.А. Экспериментальные модели для изучения сахарного диабета. Ч. 1. Аллоксановый диабет // Журн. Гроднен. гос. ун-та. 2013. № 3. С. 26-28.

10. Можейко Л.А. Экспериментальные модели для изучения сахарного диабета. Ч. 2. Хирургический, стрептозотоциновый и дити-зоновый диабет // Журн. Гроднен. гос. ун-та. 2013. № 4. С. 5-10.

11. Abeeleh M.A., Ismail Z.B., Khaled R. Alzaben induction of diabetes mellitus in rats using intraperitoneal streptozotocin: a comparison between 2 strains of rats // Eur. J. Sci Res. 2009. Vol. 32, N 3. P. 398-402.

12. Venneri M.A. Chronic inhibition of PDE5 limits pro-inflammatory monocyte-macrophage polarization in streptozotocin-induced diabetic mice // PLOS One. 2015. Vol. 10, N 5. Article ID e0126580. DOI:10.1371/journal.pone.0126580.

13. Chen G.P., Zhang X.Q., Wu T., Li L. et al. Alteration of mevalonate pathway in proliferated vascular smooth muscle from diabetic mice: possible role in high-glucose-induced atherogenic process // J. Diabetes Res. 2015. Article ID 379287.

14. Соколовска Е., Румакс Ю., Караева Н., Гринвалде Д. и др. Влияние милдроната на развитие периферической невропатии и некоторые показатели обмена глюкозы и липидов у крыс со стрептозотоциновой моделью сахарного диабета // Биомед. химия. 2011. Т. 57, вып. 5. С. 490-500.

15. Garcia-Pedraza L.G., Juarez-Flores B.I, Aguirre-Rivera J.R., Pinos-Rodriguez J.M. et al. Effects of Agave salmiana Otto ex Salm-Dick high-fructose syrup on non-diabetic and streptozotocin-diabetic rats // J. Med. Plants Res. 2009. Vol. 3, N 11. P. 932-940.

16. Portha B., Picon L., Rosselin G. Chemical diabetes in the adult rat as the spontaneous evolution of neonatal diabetes // Diabetologia. 1979. Vol. 17, N 6. P. 371-377.

17. Колбина М.В., Долгих В.Т., Чесноков В.И. Метаболические и функциональные изменения сердца при сахарном диабете 2-го типа и абдоминальном ожирении у крыс // Бюл. сибир. мед. 2003. № 3. C. 30-36.

18. Шпаков A.O., Кузнецова Л.А. Нарушение передачи ингибиру-ющено аденилатциклазу гормонального сигнала в миокарде и мозге крыс с экспериментальным диабетом 2 типа // Цитология. 2007. Т. 49, № 6. С. 442-450.

19. Rema Razdan, Prashanth Y., Praveen T.K. Antidiabetic effect of diasansar in streptozotocin and fructose induced type-2 diabetes in rats // Pharmacology Online. 2008. Vol. 1. Р. 311-318.

20. Islam S., Choi H. Nongenetic model of type 2 diabetes: a comperative study // Pharmacology. 2007. Vol. 79. P. 243-249.

21. Спасов А.А., Воронкова М.П., Снигур Г.Л., Чепляева Н.И., Чепур-нова М.В. Экспериментальная модель сахарного диабета типа 2 // Биомедицина. 2011. № 3. С. 12-18.

22. Tsai W.Y., Chen Y.A., Jiang P.R., Liu D.Z. Abnormal hemorheological properties in nicotinamide/streptozotocin-induced rats and high fructose-fed rats // International Conference on Agricultural and Biosystems Engineering Advances in Biomedical Engineering. 2011. Vol. 1-2. P. 299-301.

23. Hu S.H., Jiang T., Yang S.S. et al. Pioglitazone ameliorates intracerebral insulin resistance and tau-protein hyperphosphorylation in rats with type 2 diabetes // Exp. Clin. Endocrinol. Diabetes. 2013. Vol. 121. P. 220-224.

24. Abo-elmatty D.M., Essawy S.S., Badr J.M. et al. Antioxidant and anti-inflammatory effects of Urtica pilulifera extracts in type 2 diabetic rats // J. Ethnopharmacol. 2013. Vol. 145. P. 269-277.

25. Gandhi G.R., Stalin A., Balakrishna K. et al. Insulin sensitization via partial agonism of PPARgamma and glucose uptake through translocation and activation of GLUT4 in PI3K/p-Akt signaling pathway by embelin in type 2 diabetic rats // Biochim. Biophys. Acta. 2013. Vol. 1830. P. 2243-2255.

26. Khan H.B., Vinayagam K.S., Moorthy B.T. et al. Anti-inflammatory and anti-hyperlipidemic effect of Semecarpus anacardium in a high fat diet: STZ-induced type 2 diabetic rat model // Inflammopharmacology. 2013. Vol. 21. P. 37-46.

27. Mahmoud A.M., Ashour M.B., Abdel-Moneim A. et al. Hesperidin and naringin attenuate hyperglycemia-mediated oxidative stress and proinflammatory cytokine production in high fat fed/streptozotocin-induced type 2 diabetic rats // J. Diabetes Complications. 2012. Vol. 26. P. 483-490.

28. Guo Z., Qin Z., Zhang R. et al. Effect of rosiglitazone on the expression of cardiac adiponectin receptors and NADPH oxidase in type 2 diabetic rats // Eur. J. Pharmacol. 2012. Vol. 685. P. 116125.

29. Guo Z., Zheng C., Qin Z. et al. Effect of telmisartan on the expression of cardiac adiponectin and its receptor 1 in type 2 diabetic rats // J. Pharm. Pharmacol. 2011. Vol. 63. P. 87-94.

30. Sharma A.K., Bharti S., Ojha S. et al. Up-regulation of PPARgamma, heat shock protein-27 and -72 by naringin attenuates insulin resistance, beta-cell dysfunction, hepatic steatosis and kidney damage in a rat model of type 2 diabetes // Br. J. Nutr. 2011. Vol. 106. P. 1713-1723.

31. Zhang T., Pan B.S., Zhao B. et al. Exacerbation of poststroke dementia by type 2 diabetes is associated with synergistic increases of beta-secretase activation and beta-amyloid generation in rat brains // Neuroscience. 2009. Vol. 161. P. 1045-1056.

32. Zhang M., Lv X.Y., Li J. et al. The characterization of high-fat diet and multiple low-dose streptozotocin induced type 2 diabetes rat model // Exp. Diabetes. Res. 2008. Article ID 704045.

33. Srinivasan K., Viswanad B., Asrat L. et al. Combination of high-fat diet-fed and low-dose streptozotocin-treated rat: a model for type 2 diabetes and pharmacological screening // Pharmacol. Res. 2005. Vol. 52. P. 313-320.

34. Zhou Y.S., Gao Y., Guo X.H. et al. Effects of timely insulin treatment on protection of beta cells in a rat model of type 2 diabetes mellitus // Chin. Med. J. (Engl). 2004. Vol. 117. P. 15231529.

35. Wu Y., Ouyang J.P., Zhou Y.F. et al. Mechanism of improving effect of losartan on insulin sensitivity of non-insulin-dependent diabetes mellitus rats // Acta Physiologica Sinica. 2004. Vol. 56. P. 539549.

36. Zhang F., Ye C., Li G. et al. The rat model of type 2 diabetic mellitus and its glycometabolism characters // Exp. Anim. 2003. Vol. 52. P. 401-407.

37. Якимова Т.В., Насанова О.Н., Мелешко М.В., Буркова В.Н. Метаболические эффекты экстракта крапивы при модели сахарного диабета // Бюл. сибир. мед. 2011. № 5. С. 116-120.

38. Якимова Т.В., Насанова О.Н., Венгеровский А.И., Буркова В.Н. Влияние экстракта галеги лекарственной на метаболизм липи-дов при экспериментальном сахарном диабете // Сибир. мед. журн. 2011. Т. 26, вып. 4-2. С. 92-108.

39. Yang J., Zhao P., Wan D., Zhou Q. et al. Antidiabetic effect of methanolic extract from Berberis julianae schneid via activation of AMP-activated protein kinase in type 2 diabetic mice // Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine (Hindawi Pubilishing Corporation). 2014. Article ID 106206.

40. Mansor L.S., Gonzalez E.R, Cole M.A., Tyler D.J. et al. Cardiac metabolism in a new rat model of type 2 diabetes using high-fat diet with low dose streptozotocin // Cardiovasc. Diabetol. 2013. Vol. 12. P. 136-145.

41. Binh D.V., Dung N.T.K., Thao L.T.B., Nhi N. Bich et al. Macro- and microvascular complications of diabetes induced by high-fat diet and low-dose streptozotocin injection in rats model // Int. J. Diabetes Res. 2013. Vol. 2, N 3. Р. 50-55.

42. Feng W., Zhao T., Mao G., Wang W. Type 2 diabetic rats on diet supplemented with chromium malate show improved glycometabolism, glycometabolism-related enzyme levels and lipid metabolism // PLOS One. 2015. doi:10.1371/journal.pone.0125952.

43. Zhang M., Lv X.Y., Li J., Xu Z.G., Chen L. The characterization of high-fat diet and multiple low-dose streptozotocin induced type 2 diabetes rat model // Exp. Diabetes Res. 2008. Article ID 704045. doi: 10.1155/2008/704045.

44. Olatunji L.A., Okwusidi J.I., Soladoye A.O. Antidiabetic Effect of anacardium occidentale stem-bark in fructose-diabetic rats // Pharm. Biol. 2005. Vol. 43, N 7. P. 589-593.

45. Patel J., Iyer A., Brown L. Evaluation of the chronic complication of diabetes in a high fructose diet in rats // Indian J. Biochem. Biophys. 2009. Vol. 46. P. 66-72.

46. Elahi-Moghaddam Z., Behnam-Rassouli M., Mahdavi-Shahri N., Hajinejad Boshroue R. et al. Comparative study on the effects of type 1 and type 2 diabetes on structural changes and hormonal output of the adrenal cortex in male Wistar rats // J. Diabetes Metab. Disord. 2013. Vol. 12, N 1. P. 9.

47. Wilson R.D, Islam M.S. Fructose-fed streptozotocin-injected rat: an alternative model for type diabetes // Pharmacol. Rep. 2012. Vol. 64, N 1. Р. 129-139.

48. Kumar C., Kumar R., Nehar S. Induction of type-II diabetes by high fructose diet and low dose of intraperitoneal injection of streptozotocin in albino rats // Int. J. Pharmaceut. Res. Scholar. 2014. Vol. 3, N 1. Р. 196-202.