Effects of rutin on the activity of antioxidant enzymes and xenobiotic-metabolizing enzymes in liver of rats fed diets with different level of fat

Abstract

The study has been carried out on 6 groups of male Wistar rats, which received semi-synthetic diets within 28 days. Rats of 1st and 4th group received fat-free diet, 2nd and 5th – diet containing standard amount of fat (10% by weight, 26% by caloric content; lard/sunflower oil – 1/1); 3rd and 6th group – a highfat diet (30% by weight, 56% by caloric content). During the last 14 days of the experiment rats received rutin in the dose of 40 mg/kg b.w. AOA, MDA level and the activity of paraoxonase 1 have been evaluated in blood serum. In rat liver along with the parameters of the antioxidant status (MDA level, activity of paraoxonase 1, quinone reductase, heme oxygenase-1) the activity of xenobiotic-metabolizing enzymes (XME) (CYP1A1, CYP1A2, CYP3A1, CYP2B1, UDP-glucuronosyl transferase and glutathione transferase) and the activity of lysosomal enzymes (arylsulfatase A and B, β-galactosidase and β-glucuronidase) have been investigated. Elevation of the activity of antioxidant enzymes and XME in liver with the increase of diet fat content has been noted. Rutin administration had no effect on parameters of antioxidant status and decreased unsedimentable activity of lysosomal enzymes that did not depend on fat content in the diet. Rutin receiving increased the activity of all studied XME in rats fed standard diet, but practically did not effect on their activity in rats fed by fat-free and high-fat diets. Thus, rutin in pharmacological dose has no effect on the activity of antioxidant enzymes that doesn’t depend on the level of fat in the diet, while the decrease or increase of diet fat content modulates (weakens) the influence of rutin on the XME activity.

Keywords:rutin, fat-free diet, high-fat diet, antioxidant enzymes, xenobioticmetabolizing enzymes, lysosomal enzymes

Вопр. питания. - 2014. - Т. 83, № 5. - С. 4-11.

Согласно данным эпидемиологических исследований, регулярное употребление в пищу растительных продуктов, богатых флавоноидами, способствует снижению риска развития сердечнососудистых и онкологических заболеваний. Одним из наиболее распространенных в природе флавоноидов является кверцетин. В пищевых продуктах кверцетин находится, как правило, в виде гликозидов, среди которых рутин (кверцетин-3-О-рутинозид) относится к числу основных. Источники рутина в питании человека - фрукты (яблоки), овощи (помидоры, чеснок, лук), ягоды (черника, клюква и др.), чай, гречиха. Рутин в отличие от кверцетина не всасывается в верхних отделах желудочнокишечного тракта и в неизменном виде поступает в толстую кишку, где подвергается действию бактериальных β-глюкозидаз и α-рамнозидазы с образованием кверцетина. Полагают, что благоприятное действие рутина на здоровье связано в основном с его антиоксидантными свойствами и, возможно, с его влиянием на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков (ФМК).

Включение в корм крыс рутина в количестве 1,0% от рациона в течение 20 дней приводило к снижению содержания в печени продукта перекисного окисления липидов (ПОЛ) - малонового диальдегида (МДА) и повышению общей антиоксидантной активности (АОА) [18], а в количестве 0,4% от рациона в течение 14 дней - к возрастанию активности хинонредуктазы в печени и АОА плазмы крови [5]. Введение крысам рутина в дозе 60 мг/кг массы тела на протяжении 5 дней вызывало повышение активности CYP1A1 [22]. Усиление экспрессии белка CYP1A1 в печени крыс обнаруживали при введении им кверцетина в дозе 60 мг/кг массы тела в течение 3 дней [21].

Имеются данные о том, что состав рациона может значительно влиять на эффекты биологически активных компонентов пищи. Так, в наших предыдущих исследованиях было показано, что изменение количества и качества липидного компонента рациона модулирует индуцибельность индол-3-карбинолом ФМК в печени крыс [4].

Исходя из вышеизложенного целью работы явилось изучение влияния рутина на активность ферментов антиоксидантной защиты и ФМК в печени крыс, получавших рационы с разным содержанием жира.

Материал и методы

В работе придерживались нормативов содержания лабораторных животных в соответствии с Европейской конвенцией по защите позвоночных животных, используемых в экспериментах и других научных целях (Совет Европы, Страсбург, 1986 г.).

Исследования проводили на 6 группах (по 8 животных в группе) крыс-самцов линии Вистар со средней массой тела 88,6±0,8 г, которые в течение 28 дней получали полусинтетические рационы с разным содержанием жира (состав рационов см. [3]). Крысы 1-й и 4-й групп получали безжировой рацион, в котором содержание липидов (1% по массе, 3% по калорийности) обеспечивалось за счет липидов казеина, крахмала и смеси жирорастворимых витаминов. Рацион крыс 2-й и 5-й групп содержал стандартное (оптимальное) количество жира - 10% по массе (26% - по калорийности; лярд/подсолнечное масло - 1/1), а высокожировой рацион 3-й и 6-й групп содержал 30% жира по массе (56% - по калорийности; лярд/подсолнечное масло - 1/1). В течение последних 14 дней эксперимента крысы 4, 5 и 6-й групп получали рутин ("LIANYUNGANG SAMIN FOOD ADDITIVES CO. LTD", Китай) в дозе 40 мг/кг массы тела в сутки, которая с учетом коэффициента конверсии [29] была эквивалентна для человека массой тела 70 кг употреблению 454 мг рутина. Такая доза примерно соответствовала количеству флавоноида, использованному при изучении его антиоксидантных свойств в исследовании на добровольцах [9].

В плазме крови и печени крыс определяли содержание МДА [26, 28] и активность параоксоназы-1 [6]. АОА плазмы крови оценивали в тест-системе Ferric Reducing Antioxidant Power (FRAP) [8]. В микросомах, выделенных из печени крыс [23], определяли этоксирезоруфиндеалкилазную (ЭРОД) активность CYP1A1 [27], метоксирезоруфиндеалкилазную (МРОД) активность CYP1A2 и пентоксирезоруфиндеалкилазную (ПРОД) активность CYP2В1 [11], 6β-тестостеронгидроксилазную (6β-ТГ) активность CYP3A [34], активность UDP-глюкуронозилтрансферазы [10] и гемоксигеназы-1 [25].

Наряду с этим в цитозоле печени [23] изучали активность хинонредуктазы [7] и глутатионтрансферазы [20], а также неседиментируемую активность ферментов лизосом [2]: арилсульфатаз А и В, β-глюкуронидазы и β-галактозидазы.

Статистическую обработку полученных данных проводили методом дисперсионного анализа ANOVA. Различия считали достоверными при р0,05.

Результаты и обсуждение

Как видно из табл. 1, снижение уровня жира в рационе крыс 1-й группы приводило к уменьшению суточных прибавок массы (на 23%) и конечной массы тела (на 16%) по сравнению со 2-й группой, получавшей рацион со стандартным содержанием жира (10%). Увеличение содержания жира в рационе крыс 3-й группы вызывало повышение суточных прибавок массы (на 12%) и конечной массы тела (на 7%).

Относительная масса печени у крыс 1-3-й групп достоверно не различалась. Рутин не оказывал влияния на зависимые от рациона изменения массы тела, а также на относительную массу печени крыс 4-6-й групп.

Не было установлено достоверных различий в уровнях МДА, АОА и активности параоксоназы-1 в плазме крови крыс 1-й и 2-й групп (табл. 2).

В печени крыс 1-й группы было выявлено снижение содержания МДА на 17%, активности параоксоназы-1 на 18%, хинонредуктазы на 43%, гемоксигеназы-1 на 20% по сравнению с показателями животных 2-й группы. В плазме крови крыс 3-й группы возрастало содержание МДА (на 14%), АОА и активность параоксоназы-1 достоверно не отличались от таковых у животных 2-й группы.

В печени при этом повышались уровень МДА (на 17%) и активность параоксоназы-1 (на 28%), активность хинонредуктазы и гемоксигеназы-1 достоверно не изменялась по сравнению с параметрами 2-й группы. Рутин не оказывал статистически значимого влияния на изученные показатели антиоксидантного статуса в плазме крови и печени крыс, рацион которых содержал минимальное (4-я группа) или стандартное (5-я группа) количество жира. У крыс 6-й группы, получавших рутин в составе высокожирового рациона, повышался уровень МДА (на 21% относительно 3-й группы) и снижалась активность хинонредуктазы (на 30%) в печени, другие показатели антиоксидантного статуса в печени, а также в плазме крови достоверно не изменялись.

Активность изученных ФМК в печени крыс 1-й группы, получавших безжировой рацион, существенно не отличалась от показателей 2-й группы, за исключением активности глутатионтрансферазы, которая снижалась на 25% (табл. 3).

Значительное возрастание активности ФМК было обнаружено в печени крыс 3-й группы, получавших высокожировой рацион: активность ЭРОД возрастала на 35%, МРОД - на 51%, ПРОД - на 55%, 6β-ТГ - на 43%, глутатионтрансферазы - на 16%, UDP-глюкуронозилтрансферазы - на 14% (р=0,09) по сравнению с показателями животных 2-й группы.

Рутин в составе рациона со стандартным содержанием жира (5-я группа) приводил к возрастанию по сравнению со 2-й группой активности всех изученных ФМК в печени, но только для ЭРОД (на 26%) и UDP-глюкуронозилтрансферазы (на 56%) изменения носили статистически достоверный характер. У крыс 4-й группы, получавших безжировой рацион, рутин не оказывал влияния на активность изученных ФМК в печени:

достоверных различий от параметров животных 1-й группы не выявлено. Рутин в составе высокожирового рациона (6-я группа) вызывал существенное возрастание активности только UDP-глюкуронозилтрансферазы - на 45% относительно уровня у крыс 3-й группы.

Неседиментируемая активность ферментов лизосом печени крыс 1-й и 3-й групп не отличалась достоверно от показателей 2-й группы крыс, получавших рацион со стандартным содержанием жира (табл. 4). При этом можно отметить некоторую общую тенденцию к снижению (статистически недостоверному) неседиментируемой активности всех изученных ферментов лизосом печени крыс при увеличении содержания жира в их рационе. Введение рутина приводило к существенному снижению неседиментируемой активности лизосомальных ферментов, которое практически не зависело от уровня жира в рационе. Так, в печени крыс 5-й группы, получавших рутин в соста- ве рациона со стандартным содержанием жира, неседиментируемая активность β-галактозидазы снижалась на 21% по сравнению с таковой у крыс 2-й группы, β-глюкуронидазы - на 26%. В 4-й группе крыс, которые получали рутин в составе безжирового рациона, активность в печени арилсульфатаз уменьшалась на 19% по сравнению с показателем 1-й группы, β-галактозидазы - на 16%, β-глюкуронидазы - на 25%. В 6-й группе, крысы которой получали рутин в составе высокожирового рациона, активность β-галактозидазы в печени уменьшалась на 27%, β-глюкуронидазы - на 28% относительно активности ферментов у крыс 3-й группы.

Таким образом, проведенные исследования показали, что уровень жира в рационе может оказывать существенное влияние на активность ферментов антиоксидантной защиты и ФМК. Эти результаты подтверждают данные наших предыдущих работ [3], а также данные других исследователей [1, 13, 14], согласно которым у крыс, получавших высокожировой рацион, отмечалось повышение в печени активности ферментов антиоксидантной защиты (параоксоназы-1, гемоксигеназы-1, каталазы, глутатионпероксидазы, глутатионредуктазы), а также возрастание активности ФМК (ЭРОД, МРОД, UDP-глюкуронозилтрансферазы, глутатионтрансферазы) по сравнению с безжировым рационом. Анализ данных литературы позволяет предположить, что возрастание активности ферментов антиоксидантной защиты при увеличении содержания жира в рационе является следствием некоторого усиления ПОЛ и увеличения накопления МДА в печени. Как отмечалось ранее [3], более высокая активность ФМК у крыс, получавших высокожировой рацион, может быть результатом изменения состава и свойств микросомальных мембран, а также следствием усиления синтеза ферментов, опосредованного активацией полиненасыщенными жирными кислотами транскрипционных факторов PPAR и HNF4α [19, 30].

При оптимальном содержании жира в рационе рутин не оказывал статистически значимого воздействия на исследованные показатели антиоксидантного статуса как в плазме, так и в печени крыс. Результаты изучения влияния рутина на активность антиоксидантных ферментов на фоне безжирового (4-я группа) и высокожирового рациона (6-я группа) не выявили значительного изменения ферментативной активности (исключая хинонредуктазу) относительно 5-й группы, получавшей стандартный рацион. Данные литературы об антиоксидантном действии рутина и его агликона кверцетина носят неоднозначный характер.

Результаты ряда исследований свидетельствуют об отсутствии существенного влияния рутина и кверцетина на антиоксидантный статус организма. Так, введение крысам рутина в дозе 100 мг/кг массы тела в течение 60 дней не влияло на содержание в печени МДА, гидроперекисей липидов и диеновых конъюгатов [31]. Рутин также не вызывал достоверных изменений активности каталазы и глутатионпероксидазы при длительном введении в дозе 50 мг/кг массы тела [24].

Не обнаружено влияния кверцетина на уровень МДА, активность каталазы, глутатионпероксидазы, супероксиддисмутазы и хинонредуктазы в печени крыс при его включении в рацион в количестве 0,2% в течение 22 дней [36]. Прием добровольцами рутина однократно и в течение 42 дней в количестве 500 мг не оказывал влияния на АОА плазмы крови и уровень МДА в ней [9].

В то же время, как уже отмечалось, результаты других работ свидетельствуют о выраженном действии рутина на показатели антиоксидантного статуса у экспериментальных животных. Так, у крыс поступление с рационом рутина в высокой концентрации (1% от рациона) в течение 20 дней приводило в печени к повышению АОА, снижению содержания МДА, возрастанию активности супероксиддисмутазы [18]. По данным [5], включение в корм крыс рутина в количестве 0,4% в течение 2 нед стимулировало активность хинонредуктазы в печени, повышало АОА плазмы крови и снижало в ней уровень МДА.

Особый интерес представляют результаты влияния рутина на активность ФМК в печени при разном содержании жира в рационе. Рутин в составе полноценного рациона (5-я группа) стимулировал в разной степени активность всех изученных ФМК, но практически не влиял на их активность при использовании безжирового (4-я группа) и высокожирового (6-я группа) рационов (исключение составляла активность UDP-глюкуронозилтрансферазы). Имеющиеся в литературе эксперимен- тальные данные о влиянии рутина на ФМК носят противоречивый характер. Как один из возможных механизмов индукции рутином активности ФМК рассматривают способность его агликона кверцетина стимулировать экспрессию их генов [35] в результате активации транскрипционного фактора AhR [17]. Так, введение крысам кверцетина (60 мг/кг массы тела, 3 дня) приводило к индукции в печени экспрессии белка CYP1A1 [21]. Повышение ЭРОД активности CYP1A1 обнаруживали у крыс, получавших в течение 5 дней ту же дозу рутина [22]. В других исследованиях кверцетин ингибировал активность ФМК или не оказывал на нее действие. Например, в работе in vitro с использованием изолированного цитохрома Р450 человека было отмечено ингибирование кверцетином активности CYP3A4 [16]. По данным [12, 32], включение в рацион крыс кверцетина в количестве 0,3% в течение 14 дней не оказывало значимого влияния на ЭРОД активность CYP1A1, ПРОД активность CYP2B1, а также активность CYP3A, глутатионтрансферазы и UDP-глюкуронозилтрансферазы в печени. У добровольцев, получавших кверцетин в количестве 500 мг на протяжении 13 дней, было установлено ингибирование активности CYP1A2 при использовании кофеина в качестве субстрата [15].

Следует отметить выявленное снижение неседиментируемой активности лизосомальных ферментов в печени крыс, получавших рутин, что подтверждает данные о его мембраностабилизирующем действии [33].

Полученные результаты позволяют заключить, что независимо от уровня жира в рационе крыс рутин в количестве, сопоставимом с применяемыми в клинических исследованиях дозами, не оказывает существенного влияния на активность антиоксидантных ферментов, в то время как снижение или увеличение содержания жира модулирует (подавляет) действие рутина на активность ФМК.

Литература

1. Герич О.Х., Пентюк О.О. Влияние перегрузки рациона жирами на энзиматические системы метаболизма у крыс // Укр. биохим. журн. - 2008. - Т. 80, № 1. - С. 73-82.

2. Дингл Д. Лизосомы. Методы исследования. - М., 1980. - 344 с.

3. Кравченко Л.В., Аксенов И.В., Трусов Н.В. и др. Влияние количества жира в рационе на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков и антиоксидантной защиты у крыс // Вопр. питания. - 2012. - Т. 81, № 1. - С. 24-29.

4. Тутельян В.А., Трусов Н.В., Гусева Г.В. и др. Индукция индол-3карбинолом активности и экспрессии генов СYP1A1, CYP1A2 и CYP3A1 в печени крыс при разном содержании жира в их рационе // Бюл. экспер. биол. - 2012. - Т. 154, № 8. - С. 215-220.

5. Ускова М.А., Кравченко Л.В., Авреньева Л.И., Тутельян В.А. Влияние пробиотика Lactobacillus casei 114001 на биологическую активность рутина // Бюл. экспер. биол. - 2010. - Т. 149, № 5. - С. 510-515.

6. Beltowski J., Jamroz-Wisniewska A., Borkowska E., Wуjcicka G. Differential effect of antioxidant treatment on plasma and tissue paraoxonase activity in hyperleptinemic rats // Pharmacol. Res. - 2005. - Vol. 51. - P. 523-532.

7. Benson A.M., Hunkeler M.J., Talalay P. Increase of NAD(P)H:quinone reductase by dietary antioxidants: possible role in protection against carcinogenesis and toxicity // Proc. Natl Acad. Sci. USA. - 1980. - Vol. 77, N 9. - P. 5216-5220.

8. Benzie I.F.F., Strain J.J. The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of "antioxidant power": the FRAP assay // Anal. Biochem. - 1996. - Vol. 239. - P. 70-76.

9. Boyle S.P., Dobson V.L., Duthie S.J. et al. Bioavailability and efficiency of rutin as an antioxidant: a human supplementation study // Eur. J. Clin. Nutr. - 2000. - Vol. 54, N 10. - Р. 774-782.

10. Burchell В., Weatherill Р. 4-Nitrophenol UDPglucuronyltransferase (rat liver) // Methods Enzymol. - 1981. - Vol. 77. - Р. 169-177.

11. Burke M.D., Mayer R.T. Differential effects of phenobarbitone and 3-methylcholanthrene induction on the hepatic microsomal metabolism and cytochrome P-450-binding of phenoxazone and a homologous series of its n-alkyl ethers (alkoxyresorufins) // Chem. Biol. Interact. - 1983. - Vol. 45, N 2. - Р. 243-258.

12. Canivenc-Lavier M.C., Vernevaut M.F., Totis M. et al. Comparative effects of flavonoids and model inducers on drug-metabolizing enzymes in rat liver // Toxicology. - 1996. - Vol. 114. - P. 19-27.

13. Chen H.W., Tsai C.W., Yang J.J. et al. The combined effects of garlic oil and fish oil on the hepatic antioxidant and drugmetabolizing enzymes of rats // Br. J. Nutr. - 2003. - Vol. 89, N 2. - P. 189-200.

14. Chen H.W., Yang J.J., Tsai C.W. et al. Dietary fat and garlic oil independently regulate hepatic cytochrome Р(450)2B1 and the placental form of glutathione S-transferase expression in rats. // J. Nutr. - 2001. - Vol. 131, N 5. - P. 1438-1443.

15. Chen Y., Xiao P., Ou-Yang D.S. et al. Simultaneous action of the flavonoid quercetin on cytochrome P450 (CYP) 1A2, CYP2A6, N-acetyltransferase and xanthine oxidase activity in healthy volunteers // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. - 2009. - Vol. 36, N 8. - Р. 828-833.

16. Choi J.S., Piao Y.J., Kang K.W. Effects of quercetin on the bioavailability of doxorubicin in rats: role of CYP3A4 and P-gp inhibition by quercetin // Arch. Pharm. Res. - 2011. - Vol. 34, N 4. - Р. 607-613.

17. Ciolino H.P., Daschner P.J., Yeh G.C. Dietary flavonols quercetin and kaempferol are ligands of the aryl hydrocarbon receptor that affect CYP1A1 transcription differentially // Biochem. J. - 1999. - Vol. 340, Pt 3. - P. 715-722.

18. Gao Z., Xu H., Chen X., Chen H. Antioxidant status and mineral contents in tissues of rutin and baicalin fed rats // Life Sci. - 2003. - Vol. 73, N 12. - Р. 1599-1607.

19. Gonzalez F.J. Regulation of hepatocyte nuclear factor 4α-mediated transcription // Drug Metab. Pharmacokinet. - 2008. - Vol. 23, N 1. - Р. 2-7.

20. Habig W.H., Pabst W.J., Jacoby W.B. Glutathione S-transferases. The first enzymatic step in mercapturic acid formation // J. Biol. Chem. - 1974. - Vol. 249, N 22. - P. 7130-7139.

21. Hodek P., Hanustiak P., Krнzkovб J. et al. Toxicological aspects of flavonoid interaction with biomacromolecules // Neuro Endocrinol. Lett. - 2006. - Vol. 27, suppl. 2. - Р. 14-17.

22. Krizkova J., Burdovа K., Stiborovа M. et al. The effects of selected flavonoids on cytochromes P450 in rat liver and small intestine // Interdiscip. Toxicol. - 2009. - Vol. 2, N 3. - P. 201-204.

23. Lake B.G. Preparation and characterisation of microsomal fractions for studies on xenobiotic metabolism // Biochemical Toxicology: A Practical Approach. - Oxford, 1987. - P. 183-215.

24. Mahmoud A.M. Influence of rutin on biochemical alterations in hyperammonemia in rats // Exp. Toxicol. Pathol. - 2012. - Vol. 64, N 7-8. - Р. 783-789.

25. McNally S.J., Ross J.A., James Garden O., Wigmore S.J. Optimization of the paired enzyme assay for heme oxygenase activity // Anal. Biochem. - 2004. - Vol. 332, N 2. - P. 398-400.

26. Mihara M., Uchiyama M. Determination of malonaldehyde precursor in tissues by thiobarbituric acid test // Anal. Biochem. - 1978. - Vol. 86. - Р. 271-278.

27. Nakajima M., Nakamura S., Tokudome S. et al. Azelastine N-demethylation by cytochrome P-450 (CYP)3A4, CYP2D6, and CYP1A2 in human liver microsomes: evaluation of approach to predict the contribution of multiple CYPs // Drug Metab. Dispos. - 1999. - Vol. 27, N 12. - Р. 1381-1391.

28. Ohkawa H., Ohishi N., Yagi K. Assay for lipid peroxides in animal tissues by thiobarbituric acid reaction // Anal. Biochem. - 1979. - Vol. 95, N 2. - P. 351-358.

29. Reagan-Shaw S., Nihal M., Ahmad N. Dose translation from animal to human studies revisited // FASEB J. - 2008. - Vol. 22, N 3. - P. 659-661.

30. Runge-Morris M., Kocarek T.A. Regulation of sulfotransferase and UDP-glucuronosyltransferase gene expression by the PPARs // PPAR Res. - 2009. - Vol. 2009. - N 728941.

31. Shenbagam M., Nalini N. Dose response effect of rutin a dietary antioxidant on alcohol-induced prooxidant and antioxidant imbalance - a histopathologic study // Fundam. Clin. Pharmacol. - 2011. - Vol. 25, N 4. - P. 493-502.

32. Siess M.H., Guillermic M., Le Bon A.M., Suschetet M. Induction of monooxygenase and transferase activities in rat by dietary administration of flavonoids // Xenobiotica. - 1989. - Vol. 19, N 12. - P. 1379-1386.

33. Stanely Mainzen Prince P., Priya S. Preventive effects of rutin on lysosomal enzymes in isoproterenol induced cardio toxic rats: biochemical, histological and in vitro evidences // Eur. J. Pharmacol. - 2010. - Vol. 649. - Р. 229-235.

34. Umegaki K., Saito K., Kubota Y. et al. Ginkgo biloba extract markedly induces pentoxyresorufin O-dealkylase activity in rats // Jpn. J. Pharmacol. - 2002. - Vol. 90, N 4. - Р. 345-351.

35. Vrba J., Kren V., Vacek J. et al. Quercetin, quercetin glycosides and taxifolin differ in their ability to induce AhR activation and CYP1A1 expression in HepG2 cells // Phytother. Res. - 2012. - Vol. 26, N 11. - P. 1746-1752.

36. Wiegand H., Boesch-Saadatmandi C., Regos I. et al. Effects of quercetin and catechin on hepatic glutathione-S transferase (GST), NAD(P)H quinone oxidoreductase 1 (NQO1), and antioxidant enzyme activity levels in rats // Nutr. Cancer. - 2009. - Vol. 61, N 5. - P. 717-722.