Effects of dietary fibers on hepatocyte apoptosis in rats with alimentary polyhypovitaminosis

Abstract

The effect of dietary fibers (DF) of wheat bran on hepatocyte apoptosis in rats adequately provided with vitamins or insufficiently supplied with vitamins has been investigated. 48 male Wistar rats (initial body mass – 58,1±0,5 g) were randomly divided into 6 groups and fed with semi-synthetic diet, containing 100% or 20% of vitamin mixture (Vit) with or without addition of DF in the dose corresponding to the upper allowable level of its consumption (5% of diet mass) for 4 weeks. The animals of the 1 group received 100% of vitamin mixture (100% Vit); 2 group – 100% Vit + DF; 3 group – 20% of vitamin mixture with full exclusion of vitamins Е, В 1 and В 2 (20% Vit); 4 group – 20% of vitamin mixture and DF (20% Vit + DF). The next 5 days rats from vitamin-deficient groups were fed with diets supplemented with 80% of vitamins from their content in control group: (5 group – 20% Vit + 80% Vit; 6 group – 20% Vit + DF + 80% Vit). The suspension of hepatocytes was received by Becton Dickinson Medimachine System (USA). Hepatocyte apoptosis was assessed by the method of flow cytometry using Beckman Coulter FC 500 (USA) cytometer by stained cells with Annexin V-FITC/ 7-AminoActinomycin D Kit (Beckman Coulter, USA). In rats fed complete semi-synthetic diet supplemented with DF (100% Vit + DF) the hepatocyte apoptosis was higher by 22% (p<0,10) than that in rats of control group (4,99±1,82%). In rats fed diets with low vitamin content (groups: 20% Vit and 20% Vit + DF) the hepatocyte apoptosis was significantly higher (p<0,05) than that in the control group and reached 7,03±1,74 and 7,26±1,13% accordingly. Normalization of vitamin content in the diets of rats from deficient groups during 5 days had no effect on the severity of apoptosis regardless from presence (8,02±2,18%) or absence of the DF (8,04±1,66%). Adding DF in dose corresponding to the upper allowable level of consumption, on the background of adequate vitamin content in the diet is accompanied by a tendency to develop hepatocyte apoptosis, which may be the result of a direct action of short chain fatty acids generated from the DF and the deterioration of vitamin sufficiency.

Keywords:hepatocyte apoptosis, alimentary polyhypovitaminosis, dietary fibers

Вопр. питания. - 2014. - № 1. - С. 33-40.

Апоптоз - физиологический процесс генетически запрограммированной гибели клетки с характерными морфологическими и биохимическими признаками [1, 11, 14]. Апоптоз обеспечивает тканевый гомеостаз и регулирует объем тканей, уравновешивая их новообразование. Различные патологические процессы, активирующие проапоптозные механизмы, заканчиваются гибелью клеток и деструкцией ткани. Результаты исследований в этой области нашли свое отражение в ряде монографий и оригинальных статей [3, 4, 8, 16, 33].

Инициируют апоптоз многие факторы. Сигналы к запуску апоптоза могут быть рецепторные или внутриклеточные (нерецепторные). Нерецепторными сигналами к апоптозу являются изменение потенциала и дестабилизация мембраны митохондрий с помощью проапоптогенных белков семейства Вcl-2 (Bax, Bcl-x s , Bid и др.) или белка р53, который контролирует клеточный цикл и активируется при его нарушении [35]. Ключевыми факторами, индуцирующими проапоптогенные белки, являются изменение оксидантного статуса клетки, образование реактивных форм кислорода и нарушение процессов активации клетки [10, 31, 38], что может быть следствием, в частности, недостаточности витаминов-антиоксидантов. Так, у больных гепатитом В обнаружена прямая корреляционная взаимосвязь между низкими уровнями сывороточного содержания витамина Е и высокой степенью апоптоза гепатоцитов [25].

В то же время антиоксидантные свойства витамина Е используются для ингибирования пролиферации опухолевых клеток и инициации их апоптоза [17, 34]. На клеточных культурах миоцитов показана положительная роль витамина Е в восстановлении целостности клеточной мембраны после окислительного стресса [32].

Недостаточность тиамина описана при синдроме Вернике-Корсакова. Авторы [29] выделили

3 основные механизма проявления тиаминовой недостаточности: окислительный стресс, глутамат-индуцированная цитотоксичность и воспаление. Окислительный стресс при тиаминовой недостаточности происходит вследствие повышенной экспрессии гемоксигеназы (НО-1) и ICAM-1 [27].

Ингибиторный эффект оксида азота на активность цитохром С-оксидазы был установлен как на изолированных митохондриях, так и в клеточной культуре нейронов [19]. Предполагается, что при тиаминовой недостаточности нарушение функции митохондрий и их повреждение играют основную роль в патогенезе гибели нейронов. Для недостаточности витамина В 1 характерно возникновение сердечно-сосудистых нарушений [22, 24, 28], развивающихся вследствие системного ацидоза, повышенного образования свободных радикалов и липидной пероксидации, которые инициируют апоптоз клеток. Установлена положительная корреляция между ацидозом и апоптозом кардиомиоцитов [46].

Однако не всегда гибель клеток при витаминной недостаточности происходит путем апоптоза.

В исследованиях in vitro в культурах лейкемических T-клеток (Jurkat) и мышиных эмбриональных фибробластов было установлено, что при дефиците витамина А происходит гибель клеток, которая не является следствием апоптоза, несмотря на деполимеризацию мембран митохондрий, увеличение их проницаемости и высвобождение цитохрома С [20]. Авторы установили, что при недостаточности витамина А происходит повышенная продукция активных форм кислорода, значительное снижение уровней АТФ и НАД + и активация поли-(АДФ-рибозы) полимеразы (PARP) -1 , которая участвует в регуляции транскрипционных факторов, активности клеточного цикла и клеточной гибели [39]. Витамину А отводится регуляторная роль в митохондриальном энергетическом гомеостазе. Установлено, что механизмы PARP -1 -индуцированной клеточной гибели связаны с энергетической недостаточностью вследствие быстрой утилизации НАД + и АТФ, транскрипционных нарушений и PAR-ассоциированных сигнальных путей в митохондриях [21, 26, 30, 47].

В инициации апоптоза гепатоцитов нельзя исключать и влияние короткоцепочечных жирных кислот (КЦЖК), образующихся в толстой кишке при ферментации пищевых волокон (ПВ) кишечной микрофлорой. КЦЖК преимущественно представлены уксусной, пропионовой и масляной [40, 41]. В ряде исследований установлено, что бутират и в нормальных, и в опухолевых клетках влияет на клеточную дифференцировку, изменяет экспрессию генов, ингибирует клеточную пролиферацию и инициирует апоптоз [18, 44]. Механизмы, посредством которых бутират индуцирует апоптоз в различных типах клеток, не известен, но существуют доказательства, что в некоторых видах опухолевых клеток апоптоз индуцируется путем активации каспаз [36, 37, 42, 43]. На культуре опухолевых клеток кишечника линии НСТ116 и SW480 показано индуцирующее действие КЦЖК на апоптоз путем активации процесса аутофагии митохондрий [45].

Целью исследования явилось сравнительное изучение апоптоза гепатоцитов крыс, находившихся на полноценном питании, в условиях поливитаминной алиментарной недостаточности и обогащения рационов пищевыми волокнами.

Материал и методы

Исследование выполнено на 48 самцах крысотъемышей Вистар с исходной массой тела 58,1±0,5 г (49,0-66,5 г). Исследование включало 2 последовательных этапа продолжительностью 30 и 5 дней [12]. Животные были разделены на 6 групп (по 8 крыс в каждой группе).

Животные 1-й контрольной группы (стандартный рацион, 100% витаминов) в течение всего эксперимента (35 дней) получали полноценный полусинтетический рацион, содержащий 20% казеина, 63% кукурузного крахмала, 4,5% рафинированного дезодорированного вымороженного подсолнечного масла, 4,5% лярда, 3,5% солевой смеси, 1% смеси витаминов [5], 0,3% L-цистеина, 0,25% холина битартрата, 2% микрокристаллической целлюлозы. Содержание витаминов в рационе соответствовало адекватному уровню их потребления для крыс.

К аналогичному по составу рациону животных 2-й группы (100% витаминов + ПВ) в течение всего эксперимента добавляли пшеничные отруби в количестве 5% от массы рациона (или 735 мг на 1 крысу в сутки) за счет уменьшения доли крахмала. Внесение отрубей незначительно увеличивало содержание в рационе витаминов В 2 и В 1 (2,2-6,5% от содержания в корме животных контрольной группы).

У животных 3-й (20% витаминов), 4-й (20% витаминов + ПВ), 5-й и 6-й групп в течение 30 дней создавали алиментарный полигиповитаминоз путем уменьшения в 5 раз количества добавляемой в рацион витаминной смеси и полного исключения из нее ацетата dl-α-токоферола, тиамина и рибофлавина. Поступление этих витаминов в количестве 19-39% от нормального содержания в корме обеспечивалось за счет естественного содержания в натуральных компонентах рациона (подсолнечное масло, казеин). Крысам 4-й и 6-й групп на фоне дефицитного по всем витаминам рациона добавляли отруби в количестве 5% от массы рациона.

На втором этапе исследования продолжительностью 5 дней крысы 3-й (20% витаминов) и 4-й групп (20% витаминов + ПВ) продолжали получать дефицитный по витаминам рацион без добавления или с добавлением отрубей. Животным 5-й группы (20% витаминов + 80% витаминов) и 6-й группы (20% витаминов + ПВ + 80% витаминов) в течение этого этапа добавляли в корм витаминную смесь в количестве 80% от дозы витаминной смеси в рационе контрольной группы.

На протяжении всего эксперимента крысы 4-й и 6-й групп получали отруби в том же количестве, что и животные 2-й группы.

Животные получали корм ad libitum и имели постоянный доступ к воде. Наблюдение за состоянием животных и поедаемостью корма проводили ежедневно, массу тела определяли еженедельно.

По окончании эксперимента предварительно анестизированных эфиром животных умерщвляли путем декапитации.

Суспензию гепатоцитов получали с помощью автоматической системы для механической гомогенизации ткани "BD Medimachine" ("Becton Dickenson and Company", США). Однократно отмывали клетки забуференным фосфатами 0,15 М раствором хлорида натрия, рН 7,2-7,4 (PBS) и готовили пробу с концентрацией клеток 1×106 /см3 . Окрашивание гепатоцитов производили конъюгированным с флуорохромом (FITC) аннексином V (AnV-FITC) и витальным красителем 7-аминоактиномицином (7-AAD) с последующей детекцией на проточном цитофлуориметре "FC-500" ("Beckman Coulter", США). Иссеченные кусочки печени и клеточную суспензию в процессе работы хранили на льду. Результаты представлены в виде процентного соотношения живых клеток и гепатоцитов, находящихся на разных стадиях апоптоза, на 10 000 просчитанных объектов в каждом образце.

Содержание в печени витамина А (пальмитата ретинола) и Е (альфа-токоферола) определяли методом высокоэффективной жидкостной хромотографии (ВЭЖХ) [9, 15], витаминов В 1 и В 2 - флуориметрически [6, 9].

Статистическую обработку данных проводили с использованием пакета прикладных программ IBM SPSS Statistics Version 20. Результаты представлены в виде средних величин (М), стандартного отклонения (σ) и стандартной ошибки средней величины (m). Оценка достоверности различий средних величин проведена с использованием t-критерия Стьюдента. Уровень значимости считали достоверным при р<0,05.

Результаты и обсуждение

В интактных клетках фосфолипиды плазматической мембраны отличаются асимметричным распределением: фосфатидилхолин и сфингомиелин расположены на наружной поверхности липидного бислоя, в то время как фосфатидилсерин локализован на его внутренней поверхности.

На ранних стадиях апоптоза целостность клеточной мембраны сохраняется, но происходит конверсия мембранных фосфолипидов с появлением фосфатидилсерина на поверхности клетки.

Аннексин V с высоким сродством связывается с фосфатидилсерином и тем самым маркирует ранний апоптоз в AnV-FITC+ (позитивных)/7-AAD(негативных) клетках [23]. Это приводит к росту относительного содержания гепатоцитов в состоянии апоптоза и, соответственно, снижению относительного содержания неапоптозных клеток. Комбинированная окраска аннексин V-FITC и 7 ААD позволяет идентифицировать неапоптозные клетки (при сочетании аннексин V-негативные/7 ААD-негативные), ранние проапоптотические изменения (при сочетании аннексин V-позитивные/7 ААD-негативные) и поздние варианты клеточной гибели (7 ААD-позитивные клетки).

Результаты исследования апоптоза гепатоцитов у крыс, находившихся на полноценном и дефицитном по витаминам рационах в условиях обогащения рационов ПВ и компенсации витаминной недостаточности, представлены в табл. 1.

Как следует из данных, представленных в табл. 1, добавление в стандартный рацион ПВ (2-я группа) в количестве, соответствующем верхнему допустимому уровню потребления, инициирует развитие раннего апоптоза гепатоцитов: количество клеток имело тенденцию к увеличению на 24,9% (р=0,10) по сравнению с показателем в контрольной группе. Суммарное число клеток в апоптозе у крыс 2-й группы на 22% превышает данный показатель у крыс контрольной группы, хотя различия не достигают уровня достоверной значимости.

По-видимому, инициация апоптоза гепатоцитов является следствием воздействия КЦЖК, образующихся при ферментации ПВ кишечной микрофлорой в толстой кишке. Установлено, что потребление ПВ в дозах, соответствующих верхнему допустимому уровню потребления, может нарушать витаминный и минеральный баланс в организме [5, 10]. Длительное и избыточное их поступление с пищей может снижать всасывание и изменять метаболизм витаминов, макро- и микроэлементов.

В нашем эксперименте обогащение полноценного рациона привело к статистически достоверно сниженному на 16% (р=0,006) содержанию витамина Е и повышенному на 15% уровню витамина В1 в печени крыс 2-й группы по сравнению с показателем контрольной группы, однако не повлияло на уровень витаминов А и В 2 в печени (табл. 2).

Таблица 1. Апоптоз гепатоцитов экспериментальных животных, %



Примечание. * - статистически достоверная разница показателей (р<0,05). Обозначения: неапоптозные клетки - AnV-FITC-/7-AАD-; ранний апоптоз - AnV-FITC+/7-AAD-; поздний апоптоз - AnV-FITC+/7-AAD+; мертвые клетки - AnV-FITC-/7-AAD+.

Потребление крысами витаминодефицитных рационов (3-я и 4-я группы) обусловило инициацию апоптоза гепатоцитов, статистически достоверно превышающего по величине показатели у крыс контрольной группы (1-я группа) на 33,6% (р=0,010). При сравнении показателей апоптоза у группы, потреблявшей полноценный рацион, обогащенный ПВ (2-я группа), с показателями соответствующей дефицитной группы (4-я группа), статистически достоверной разницы не выявлено. 5-кратное уменьшение количества витаминной смеси в рационе крыс привело к развитию у них глубокого дефицита всех витаминов, что согласуется с ранее полученными данными [4]. Так, содержание в печени крыс 3-й группы витамина В1 уменьшилось в 2,3 раза, В 2 - в 1,6 раз, витамина А - в 25 раз, витамина Е - в 2 раза.

Обогащение витаминодефицитного рациона крыс 4-й группы ПВ не привело к статистически достоверному изменению содержания в печени исследованных витаминов по сравнению с показателями у крыс 3-й группы, за исключением витамина Е, уровень которого был выше на 22% (р=0,011).

Последнее, очевидно, является следствием повышения поедаемости обогащенного отрубями корма, в состав которого входило подсолнечное масло, источник витамина Е. Содержание витаминов в печени оставалось достоверно снижено по сравнению с их уровнем у крыс 1-й и 2-й групп.

Поскольку обогащение витаминодефицитного рациона ПВ (4-я группа) не повлияло на степень апоптоза гепатоцитов крыс, можно предположить, что основную патогенетическую роль в инициации апоптоза гепатоцитов играет поливитаминная недостаточность.

Таблица 2. Содержание витаминов в печени крыс



Примечание. к - достоверное отличие от соответствующего показателя контрольной группы крыс (К), д - от группы крыс с дефицитом витаминов в рационе (Д), ко и до - от групп крыс, получавших полноценный и дефицитный по витаминам корм, обогащенный отрубями (КО и ДО), о - от группы Д + 80%.

Компенсация дефицита витаминов (дополнительное введение 80% витаминов от их содержания в рационе контрольной группы) в рационах крыс в течение 5 сут не повлияла на выраженность процесса апоптоза гепатоцитов независимо от наличия или отсутствия ПВ (5-я и 6-я группы). Содержание витаминов группы В и витамина А в печени у крыс 5-й группы, хотя и повысилось по сравнению с таковым у крыс 3-й группы, оставалось статистически достоверно ниже их содержания у крыс контрольной группы на 16-42% и 92% соответственно.

Содержание витамина Е в печени крыс 5-й группы, напротив, статистически достоверно превысило его содержание у крыс контрольной группы на 58% (р=0,028). Компенсация витаминной недостаточности у крыс 6-й группы, находившихся на обогащенном ПВ рационе, привела к более выраженному достоверному повышению содержания витаминов группы В и витамина А в печени крыс и отсутствию статистически достоверной разницы содержания витамина В 2 с показателем контрольной группы. Напротив, содержание витамина Е в печени крыс 6-й группы было статистически достоверно ниже данного показателя у крыс 5-й группы - на 81% (р=0,013) и достоверно не отличалось от параметра контрольной группы, что, возможно, является следствием снижения под действием ПВ всасывания витамина Е [13].

Таким образом, в результате исследований установлено, что алиментарная поливитаминная недостаточность играет определенную патогенетическую роль в инициации апоптоза гепатоцитов.

При обогащении полноценного рациона крыс ПВ в дозировке, соответствующей верхнему допустимому уровню потребления, обнаружена тенденция к развитию апоптоза гепатоцитов, что может быть результатом как прямого действия образующихся из ПВ КЦЖК, так и ухудшения обеспеченности витаминами, как это было показано ранее [2].

Литература

1. Аруин Л.И. Апоптоз и патология печени // Рос. журн. гастроэнтерол., гепатол., колопроктол. - 1998. - № 2. - С. 6-12.

2. Бекетова Н.А., Коденцова В.М., Вржесинская О.А. и др. Влияние пшеничных отрубей на обеспеченность организма витаминами (эксперимент на крысах) // Вопр. питания. - 2011. - Т. 80, № 6. - С. 35-42.

3. Варга О.Ю., Рябков В.А. Апоптоз: понятие, механизмы реализации, значение // Экология человека. - 2006. - № 7. - С. 28-32.

4. Владимирская Е.Б. Механизмы апоптотической гибели клетки // Гематол. и трансфузиол. - 2002. - Т. 47, № 2. - С. 35-40.

5. Вржесинская О.А., Коденцова В.М., Бекетова Н.А. и др. Экспериментальная модель алиментарного полигиповитаминоза разной степени глубины у крыс // Вопр. питания. - 2012. - Т. 81, № 2. - С. 51-56.

6. Вржесинская О.А., Коденцова В.М., Спиричев В.Б и др. Оценка рибофлавинового статуса организма с помощью различных биохимических методов // Вопр. питания. - 1994. - Т. 63, № 6. - С. 9-12.

7. Коденцова В.М., Вржесинская О.А. Обогащение рациона полиненасыщенными жирными кислотами и пищевыми волокнами: влияние на витаминный статус // Вопр. диетологии. - 2012. - Т. 2, № 1. - С. 25-31.

8. Лушников Е.Ф., Абросимов А.Ю. Гибель клетки (апоптоз.). - М.: Медицина, 2001. - 192 с.

9. Руководство по методам анализа качества и безопасности пищевых продуктов. Под ред. И.М. Скурихина, В.А. Тутельяна. - М.: Брандес-Медицина, 1998. - 340 с.

10. Сибиряк С.В., Вахитов В.А., Курчатова Н.Н. Цитохром Р450 и иммунная система: факты, гипотезы, перспективы. - Уфа: ГИЛЕМ, 2003. -121 с.

11. Сибиряк С.В., Хайдуков С.В., Зурочка А.В. и др. Оценка апоптоза в иммунологических исследованиях. - Екатеринбург: ИИФ УрО РАН, 2008. - 59 с.

12. Трушина Э.Н., Мустафина О.К., Коденцова В.М. и др. Влияние пищевых волокон на клеточный иммунитет при полноценном питании и в условиях алиментарного полигиповитаминоза на модели у животных (крысы) // Вопр. питания. - 2013. - Т. 82, № 3. - С. 37-44.

13. Тутельян В.А., Байгарин Е.К., Погожева А.В. Пищевые волокна: гигиеническая характеристика и оценка эффективности. - М.: СвР-АРГУС, 2012. - 244 с.

14. Хайдуков С.В., Зурочка А.В. Вопросы современной проточной цитометрии, клиническое применение. - Челябинск: Бумажный двор, 2008. - С. 63-112.

15. Якушина Л.М., Бекетова Н.А., Харитончик Л.А., Бендер Е.Д. Использование методов ВЭЖХ для определения витаминов в биологических жидкостях и пищевых продуктах // Вопр. питания. - 1993. - № 1. - С. 43-47.

16. Adams J.M. Ways of dying: multiple pathways to apoptosis // Genes Dev. - 2003. - Vol. 17. - P. 2481-2495.

17. Agarwal M.K., Iqbal M., Athar M. Vitamin E inhibits hepatic oxidative stress, toxicity and hyperproliferation in rats treated with the renal carcinogen ferric nitrilotriacetate // Redox Rep. - 2005. - Vol. 10. - P. 62-70.

18. Aoyama M., Kotani J., Usami M. Butyrate and propionate induced activated or non-activated neutrophil apoptosis via HDAC inhibitor activity but without activating GPR-41/GPR-43 pathways // Nutrition. - 2010. - Vol. 26. - P. 653-661.

19. Brown G.C. Regulation of mitochondrial respiration by nitric oxide inhibition of cytochrome C oxidase // Biochim. Biophys. Acta. - 2001. - Vol. 1504. - P. 46-57.

20. Chiu H.J., Fischman D. A., Hammerling U. Vitamin A depletion causes oxidative stress, mitochondrial dysfunction, and PARP-1-dependent energy deprivation // FASEB J. - 2008. - Vol. 22. - P. 3878-3887.

21. Cipriani G., Rapizzi E., Vannacci A. et al. Nuclear poly(ADPribose) polymerase-1 rapidly triggers mitochondrial dysfunction // J. Biol. Chem. - 2005. - Vol. 280. - P. 17227- 17234.

22. Da Cunha S., Bastos J.C., Salles J.B. Cardiac alterations in furosemide-treated thiamine-deprived rats // J. Card. Fail. - 2007. - Vol. 13. - P. 774-783.

23. Darzynkiewicz Z., Bedner E., Smolewski P. Flow cytometry in analysis of cell cycle and apoptosis // Semin. Hematol. - 2001. - Vol. 38. - P. 179-193.

24. Dieterich S., Bieligk U., Beulich K. Gene expression of antioxidative enzymes in the human heart. Increased expression of catalase in the end-stage failing heart // Circulation. - 2000. - Vol. 101. - P. 33-39.

25. Fan X.P., Wang K., Liu Y., Wang J.F. Plasma alpha-tocopherol is negatively correlated with hepatocyte apoptosis in chronic hepatitis B patients // Intern. Med. - 2009. - Vol. 48. - P. 1585-1593.

26. Fossati S., Cipriani G., Moroni F., Chiarugi A. Neither energy collapse nor transcription underlie in vitro neurotoxicity of poly(ADP-ribose) polymerase hyper-activation // Neurochem. Int. - 2007. - Vol. 50. - P. 203-210.

27. Gibson G.E., Zhang H. Interactions of oxidative stress with thiamine homeostasis promote neurodegeneration // Neurochem. Int. - 2002. - Vol. 40. - P. 493-504.

28. Gioda C.R., Barreto T.O., Primola-Gomes T.N. Cardiac oxidative stress is involved in heart failure induced by thiamine deprivation in rats // AJP-Heart. - 2010. - Vol. 298. - P. H2039-H2045.

29. Hazell A.S., Butterworth R.F. Update of Cell Damage Mechanisms in Thiamine Deficiency: Focus on Oxidative Stress, Excitotoxicity and Inflammation // Alcohol Alcohol. - 2009. - Vol. 44. - P. 141-147.

30. Herceg Z., Wang Z.Q. Functions of poly(ADP-ribose) polymerase (PARP) in DNA repair, genomic integrity and cell death // Mutat. Res. - 2001. - Vol. 477. - P. 97-110.

31. Hildeman D., Mitchell Th., Kappler J., Marrack P.H. T cell apoptosis and reactive oxygen species // J. Clin. Invest. - 2003. - Vol. 111. - P. 575-581.

32. Howard A.C., McNeil A.K., McNeil P.L. Promotion on plasma membrane repair by vitamin E // Nat. Commun. - 2011. - Vol. 2. - P. 597-605.

33. Ito K., Nakazato T., Murakami A. et al. Induction of apoptosis in human myeloid leukemic cells by 1’-acetoxychavicol acetate through a mitochondrial- and Fas-mediated dual mechanism // Clin. Cancer Res. - 2004. - Vol. 10. - P. 2120-2130.

34. Kolaja K.L., Klaunig J.E. Vitamin E modulation of hepatic focal lesion growth in mice // Toxicol. Appl. Pharmacol. - 1997. - Vol. 143. - P. 380-387.

35. Kroemer G., Reed J. Mitochondrial control of cell death // Nat. Med. - 2000. - Vol. 6. - P. 513-519.

36. Kurita-Ochiai T., Ochiai K., Fukushima K. Butyric AcidInduced T-Cell Apoptosis Is Mediated by Caspase-8 and -9 Activation in a Fas-Independent Manner // Clin. Diagn. Lab. Immunol. - 2001. - Vol. 8. - P. 325-332.

37. Mandal M., Adam L., Kumar R. Redistribution of activated caspase-3 to the nucleus during butyric acid-induced apoptosis // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 1999. - Vol. 260. - P. 775-780.

38. McConkey D., Orrenius S. Signal transduction pathways in apoptosis // Stem Cells. - 1996. - Vol. 14. - P. 619-631.

39. Miwa M., Masutani M. PolyADP-ribosylation and cancer // Cancer Sci. - 2007. - Vol. 98. - P. 1528-1535.

40. Neish A.S. Microbes in gastrointestinal health and disease // Gastroenterology. - 2009. - Vol. 136. - P. 65-80.

41. O’Hara A.M., Shanahan F. The gut flora as a forgotten organ // EMBO Rep. - 2006. - Vol. 7. - P. 688-693.

42. Ramos M.G., Rabelo F.L.A., Duarte T. et al. Butyrate induces apoptosis in murine macrophages via caspase-3, but independent of autocrine synthesis of tumor necrosis factor and nitric oxide // Braz. J. Med. Biol. Res. - 2002. - Vol. 35. - P. 161-173.

43. Ruemmele F.M., Dionne S., Qureshi L. et al. Butyrate mediates Caco-2 cell apoptosis via up-regulation of pro-apoptotic BAK and inducing caspase-3 mediated cleavage of poly-(ADPribose) polymerase (PARP) // Cell Death Differ. - 1999. - Vol. 6. - P. 729-735.

44. Siavoshian S., Segain J.P., Kornprobst M. et al. Butyrate and trichostatin A effects on the proliferation/differentiation of human intestinal epithelial cells: induction of cyclin D3 and p21 expression // Gut. - 2000. - Vol. 46. - P. 507-514.

45. Tang Y., Chen Y., Jiang H., Nie D. Short-chain fatty acids induced autophagy serves as an adaptive strategy for retarding mitochondria-mediated apoptotic cell death // Cell Death Differ. - 2011. - Vol. 18. - P. 602-618.

46. Valko M., Rhodes C.J., Moncol J. Free radicals, metals and antioxidants in oxidative stress-induced cancer // Chem. Biol. Interact. - 2006. - Vol. 160. - P. 1-40.

47. Yu S. W., Wang H., Poitras M.F. et al. Mediation of poly(ADPribose) polymerase-1-dependent cell death by apoptosisinducing factor // Science. - 2002. - Vol. 297. - P. 259-263.