Effects of green tea extract and its components on antioxidant status and activities of xenobiotic metabolizing enzimes of rats

AbstractDietary administration of green tea extract (GTE) or epigallocatechin gallate (EGCG), quercetin (Qu) or caffeine (Cf) in doses equal to their concentration in GTE led to an increase of serum and liver antioxidant capacity and strengthening stability of microsomal and lysosomal membranes in rats. The antioxidant efficiency of EGCG and Qu was considerably higher than that of GTE. There were significant differences in the effects of EGCG, Qu and GTE on the activities and expression of mRNA for CYP1A1, CYP1A2 and CYP3A1. But feeding both GTE and Cf to rats results in similar elevated activities of CYP1A1, CYP1A2, UDP-glucuronosyl transferase and glutathion transferase. Our results suggest that Cf is the main contributor to GTE effects on activities of xenobiotic metabolizing enzymes.

Keywords:green tea extract, epigallocatechingallate, quercetin, caffeine, antioxidant status, xenobiotic metabolizing enzymes, microsomes, lysosomes

В последние годы экстракт зеленого чая (ЭЗЧ) и отдельные его компоненты широко используются в качестве биологически активных добавок к пище. Чай является одним из основных источников флавоноидов, преимущественно катехинов, в рационе человека [5, 11]. Среднее суммарное содержание катехинов в зеленом чае достигает 26-30% в расчете на сухой вес чайного листа, причем более половины из них (до 75%) приходится на долю эпигаллокатехингаллата (ЭГКГ). Зеленый чай является также одним из главных пищевых источников кверцетина (Кв) и кофеина (Ко). Кроме того, он содержит фенольные кислоты, витамины, каротиноиды, минеральные вещества (до 5%).

Полезные свойства зеленого чая известны давно, но научное обоснование они получили в последние 20-30 лет. В исследованиях in vitro, в экспериментах на животных и в ряде исследований, проведенных на добровольцах, установлено, что зеленый чай, ЭЗЧ и его компоненты (катехины и флавонолы) обладают выраженными антиоксидантными свойствами [11, 20, 29]. В основе их антиоксидантного действия лежат: 1) антирадикальная активность, наиболее высокая у ЭГКГ; 2) способность индуцировать активность и экспрессию генов антиоксидантных ферментов, возможно, за счет активации транскрипционного фактора Nrf2; 3) подавляющее действие на активность прооксидантных ферментов, например ксантиноксидазы; 4) защита других антиоксидантов - витаминов Е и С - от окисления.

Показано также, что настои зеленого чая, ЭЗЧ и его флавоноиды способны влиять на активность и экспрессию генов и белка ферментов метаболизма ксенобиотиков, обеспечивающих не только защиту клетки от чужеродных, в том числе канцерогенных, веществ, но и участвующих в метаболизме лекарственных средств и ряда эндогенных субстратов (стероидов, витамина D, жирных кислот и др.). В исследованиях на культурах клеток обнаружено, что ЭЗЧ и Кв могут действовать и как агонисты, и как антагонисты транскрипционного фактора AhR, контролирующего экспрессию генов цитохромов Р-450 семейства 1А и ряда ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков. В то же время ЭГКГ проявлял себя как строгий антагонист AhR [5, 7]. Полагают, что катехины чая и Кв обладают способностью активировать транскрипционный фактор Nrf2, регулирующий экспрессию генов многих ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков и антиоксидантной защиты, таких как глутатионтрансфераза, UDP-глюкуронозилтрансфераза, хинонредуктаза, гемоксигеназа-1, глутатионпероксидаза и др. [29, 31, 32]. Фактор Nrf2 и контролируемая им сеть ферментов рассматриваются как ключевые звенья системы клеточной защиты от стрессов, вызванных электрофильными соединениями и оксидантами.

Важно подчеркнуть, что в большинстве исследований, особенно in vitro, зеленый чай и его компоненты использованы в концентрациях и дозах, превышающих возможно достижимые при потреблении чая или БАД, содержащие ЭЗЧ или флавоноиды чая.

Целью настоящей работы явилось изучение влияния ЭЗЧ, ЭГКГ, Кв и Ко на антиоксидантный статус крыс, а также на активность и экспрессию генов некоторых ферментов метаболизма ксенобиотиков - цитохромов Р-450 CYP1A1 и 1A2, которым отводят основную роль в метаболизме и детоксикации чужеродных соединений, и CYP3A, который участвует в метаболизме более 60% лекарственных средств. ЭЗЧ использовали в дозе, близкой к количествам, поступающим в организм человека в составе чаесодержащих напитков [23], а дозы ЭГКГ, Кв и Ко соответствовали их количеству в составе ЭЗЧ.

Материал и методы

Исследования проводили на 5 группах крыс-самцов Вистар (по 8 животных в каждой) с исходной массой тела 177-185 г, содержавшихся на полусинтетическом рационе (1-4-я группы - опытные; 5-я - контрольная).

В работе использован ЭЗЧ производства "Nestle India Limited", ЭГКГ - "DSM" (Швейцария), Кв - "Sichuan Xieli Pharmaceutical Co. Ltd" и Ко - "Panreac" (Испания). Содержание ЭГКГ в использованном ЭЗЧ составляло 28%, суммарное содержание флавонолов, главным образом кверцетин-3-О-рутинозида, - 4,6%, а Ко - 10,5%.

Крысы 1-й опытной группы получали рацион с включением ЭЗК в количестве 375 мг/кг массы тела, 2-й группы - с включением ЭГКГ в количестве 105 мг/кг, что соответствует содержанию ЭГКГ в рационе крыс 1-й группы, 3-й группы - с включением Кв в количестве 17,3 мг/кг, что соответствовало содержанию Кв в рационе 1-й группы, 4-й группы - Ко в количестве 39 мг/кг, что соответствовало его содержанию в рационе 1-й группы. Длительность эксперимента - 2 нед.

Для оценки антиоксидантного статуса крыс определяли общую антиоксидантную активность (АОА) плазмы крови [8] и фракции цитозоля печени [4]. Для изучения влияния ЭЗЧ и его компонентов ex vivo на устойчивость микросом к индуцированному NADPH-Fe2+ ПОЛ использовали микросомы, выделенные из печени крыс контрольной и опытных групп [2]. Стабильность лизосомальной мембраны, отличающейся высокой чувствительностью к действию экзо- и эндогенных липидных гидропероксидов, оценивали по изменению неседиментируемой активности лизосомальных ферментов - β-глюкуронидазы и β-галактозидазы во фракции цитозоля печени [1].

В микросомах, выделенных из печени, определяли активность ферментов I фазы метаболизма ксенобиотиков - CYP1A1-зависимой этоксирезоруфиндеалкилазы (ЭРОД), CYP1A2-зависимой метоксирезоруфиндеалкилазы (МРОД) и CYP3A1 (CYP3A4 у человека)-зависимой 6β-тестостеронгидроксилазы (6β-ТГ), используя методы указанные в [3].

Оценку экспрессии мРНК CYP1A1, CYP1A2, CYP3A и AhR проводили методом полимеразной цепной реакции (ПЦР) с обратной транскрипцией (ОТ). Для выделения мРНК использовали TRI-реагент ("Sigma", США) согласно протоколу, рекомендуемому фирмой-производителем. Концентрацию тотальной РНК определяли, измеряя оптическую плотность при длине волны 260 нм. Для получения кДНК проводили реакцию ОТ с синтетическими гексануклеотидами. Для реакции использовали 4 мкг тотальной РНК. Реакцию проводили при 37 °С в течение 1 ч, выдерживали 10 с при 94 °С для инактивации фермента. Полученную кДНК использовали для ПЦР. В реакции ОТ в качестве контроля использовали воду вместо РНК. Реакцию ПЦР для всех изучаемых генов проводили по следующей схеме: денатурация при 94 °С в течение 1 мин; отжиг праймеров при 60 °С, 10 с (60 °С, 30 с для гена CYP1A2, 62 °С, 10 с - для гена CYP1A1); синтез продукта при 72 °С, 10 с; выдержка 3 мин после прохождения циклов при 72 °С. Количество циклов варьировало в пределах 22-30 (в зависимости от изучаемого гена). В качестве контроля использовали РНК вместо кДНК. В ОТ-ПЦР использовали следующие ферменты: обратную транскриптазу, M-MuLV и Taq-SE-ДНК-полимеразу ("Сибэнзим", Россия). Гексануклеотиды и праймеры были синтезированы фирмой "Литех" (Россия). Реакцию ОТ и реакции амплификации проводили на приборе "Терцик" (Россия). Последовательности используемых праймеров и размеры образующихся амплифицированных фрагментов указана в табл. 1.

Таблица 1. Используемые праймеры и размеры образующихся амплифицированных фрагментов

Продукты ОТ-ПЦР разделяли стандартным электрофоретическим методом при напряжении 180 В в 2,5% агарозном геле; электрофореграммы денсиметрировали. При анализе гелей использовали программу Quantity One, версия 4.5.

Кроме того, в микросомах печени определяли активность гемоксигеназы-1 (ГО-1) и UDP-глюкуронозилтрансферазы (UDP-ГТ) с п-нитрофенолом в качестве субстрата, а в цитозоле выявляли активность глутатионтрансферазы c 1-хлор-2,4-динитробензолом в качестве субстрата [3] - ферментов, выполняющих функции как антиоксидантных ферментов, так и ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков.

Учитывая роль, которую отводят фактору Nrf2 и ГО-1 в обеспечении защитных функций клетки, оценивали экспрессию белков ГО и Nrf2 с помощью метода Вестерн-блоттинга, используя кроличьи поликлональные антитела к ГО и Nrf2, а также конъюгированные с пероксидазой хрена антитела к кроличьим IgG ("Santa Cruz Biotechnology"). Интенсивность хемилюминесценции определяли с использованием системы для гельдокументирования ChemiDoc XRS (BioRad).

Для оценки достоверности различий использовали t-критерий Стьюдента.

Рис. 1. Влияние экстракта зеленого чая (1), эпигаллокатехингаллата (2), кверцетина (3) и кофеина (4) на антиоксидантную активность плазмы крови и печени крыс

Здесь и на рис. 2-4: К - контроль.

Результаты и обсуждение

Результаты изучения влияния ЭЗЧ и его компонентов на показатели антиоксидантного статуса продемонстрировали, что они вызывают умеренное, статистически достоверное возрастание АОА плазмы крови: ЭЗЧ - на 15%, ЭГКГ - на 13%, Кв - на 30% (рис. 1). В печени (фракция цитозоля) крыс, получавших ЭЗЧ, АОА не отличалась от контрольного уровня, возрастала при включении в рацион ЭГКГ на 12% и была значительно выше контроля у крыс, получавших Кв (на 45%) и Ко (на 32%).

Изучение антиоксидантных свойств ЭЗЧ и его компонентов ex vivo подтвердило их антиоксидантную эффективность, что проявлялось в усилении резистентности мембран микросом к индуцированному NADPH-Fe2+ ПОЛ и уменьшению образования МДА в микросомах, выделенных из печени крыс, получавших ЭЗЧ, ЭГКГ, Кв и Ко, соответственно, на 49, 41, 53 и 18% (табл. 2).

Неседиментируемая активность ферментов лизосом, характеризующая стабильность лизосомальной мембраны и выход ферментов в цитозоль, у крыс, получавших ЭЗЧ или Ко, не отличалась от контрольного уровня. В то же время ЭГКГ и Кв повышали стабильность лизосомальной мембраны, о чем свидетельствует существенное снижение неседиментируемой активности β-глюкуронидазы соответственно на 26 и 24%, β-галактозидазы - на 25 и 23% (рис. 2).

Как видно из данных, представленных на рис. 3, включение ЭЗЧ в рацион крыс приводило к умеренно выраженной тенденции к возрастанию активности ЭРОД и МРОД соответственно на 26 и 56%, но не влияло на активность 6β-ТГ. В то же время у крыс, получавших ЭГКГ (в отличие от крыс, получавших ЭЗЧ), обнаружены достоверное подавление активности МРОД (на 55%) и некоторое возрастание активности 6β-ТГ (на 25%). Снижение активности МРОД на 27% наблюдали и у крыс, получавших рацион с Кв. Значительное и статистически достоверное возрастание активности ЭРОД (на 57%), МРОД (на 108%) и 6β-ТГ (на 25%) обнаружено у животных 4-й опытной группы, получавших Ко, которое по направленности соответствует изменениям активности этих ферментов у крыс 1-й опытной группы, получавших ЭЗЧ.

Результаты оценки экспрессии генов CYP1A1, CYP1A2, CYP3A1 и траскрипционного фактора AhR (рис. 4) свидетельствуют об отсутствии существенного влияния ЭЗЧ на экспрессию мРНК изученных цитохромов, умеренном усилении экспрессии мРНК CYP1A1 и мРНК CYP1A2 при включении в рацион Кв (соответственно на 43 и 47%) или Ко (на 64 и 28%) и отсутствии значительного влияния изученных веществ на экспрессию гена CYP3A1. Исключение составляло статистически достоверное снижение экспрессии мРНК CYP3A1 (на 33%) в печени крыс, получавших ЭГКГ. Слабовыраженные изменения экспрессии мРНК AhR у крыс, получавших ЭГКГ (возрастание на 26%) или Ко (+20%), сочетались с умеренной экспрессией мРНК CYP1A1.

Рис. 2. Влияние экстракта зеленого чая (1), эпигаллокатехингаллата (2), кверцетина (3) и кофеина (4) на неседиментируемую активность ферментов лизосом печени крыс

Рис. 3. Влияние экстракта зеленого чая (1), эпигаллокатехингаллата (2), кверцетина (3) на активность ЭРОД (1), МРОД (2) и 6β-ТГ (3) в печени крыс

Рис. 4. Влияние экстракта зеленого чая (1), эпигаллокатехингаллата (2), кверцетина (3) и кофеина (4) на экспрессию генов CYP1А1 (1), CYP1А2 (2), CYP3А1 (3) и AhR (4) в печени крыс

Таблица 2. Влияние экстракта зеленого чая, эпигаллокатехингаллата, кверцетина и кофеина ex vivo на индуцированное NADPH-Fe2+ ПОЛ микросом печени крыс

Активность ключевых ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков - UDP-ГТ и глутатионтрансферазы проявляла тенденцию к возрастанию у крыс всех опытных групп, в наибольшей степени - 4-й группы, получавших Ко (соответственно на 24 и на 22%, табл. 3). Тенденция к повышению активности ГО-1 наблюдалась у крыс, получавших рационы с Кв или Ко, однако результаты изучения экспрессии белка ГО-1 и Nrf2, фактора транскрипции, контролирующего экспрессию гена ГО-1, не обнаружили каких-либо существенных различий между показателями в контрольной и опытных группах (табл. 4).

Таблица 3. Активность ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков в печени крыс, получавших в течение 2 нед рацион с включением экстракта зеленого чая, эпигаллокатехингаллата, кверцетина и кофеина

Таблица 4. Экспрессия белков Nrf2 и ГО-1 (в отн. ед.) в печени крыс, получавших в течение 2 нед рацион с включением экстракта зеленого чая, эпигаллокатехингаллата, кверцетина и кофеина

Таким образом, полученные результаты показали, что в количествах, близких к потребляемым человеком с пищей, ЭЗЧ и его основные компоненты - ЭГКГ, Кв и Ко - оказывают умеренно выраженное влияние на антиоксидантный статус крыс, что проявлялось в возрастании АОА плазмы крови и печени, стабилизации мембран микросом (возрастании резистентности к ПОЛ) и лизосом. При этом ЭГКГ, Кв и Ко в виде монокомпонентов проявляют более высокую антиоксидантную активность, чем ЭЗЧ.

Как уже отмечалось, антиоксидантные свойства ЭЗЧ и его основных компонентов - катехинов, флавонолов (кверцетина), показаны в многочисленных исследованиях in vitro, в экспериментах на животных и в исследованиях на добровольцах. Так, возрастание АОА печени и плазмы крови обнаруживали у крыс, получавших ЭЗЧ с питьевой водой (3 г/л), и у крыс, получавших рацион, содержащий 0,4% кверцетин-3-О-рутинозида [6, 25]. В ряде исследований на добровольцах потребление зеленого чая, ЭЗЧ или катехинов зеленого чая приводило к повышению АОА плазмы крови, что коррелировало с возрастанием концентрации катехинов в крови [23]. Результаты настоящей работы согласуются с данными других авторов, выявивших определенные различия в антиоксидантной эффективности катехинов в составе зеленого чая или в виде их смеси [17]. При этом более высокая эффективность смеси (увеличение АОА плазмы крови) коррелировала с более высокой биодоступностью катехинов из смеси, чем из чая.

Интерес представляют сообщения о способности катехинов и Кв защищать от окисления и повышать уровень главного жирорастворимого антиоксидантна организма α-токоферола в плазме крови и печени [16, 29]. Эти данные позволяют рассматривать влияние флавоноидов на уровень α-токоферола в качестве одного из механизмов обнаруженного нами усиления резистентности микросомальных и лизосомальных мембран к действию ПОЛ у крыс, получавших ЭГКГ и Кв.

Особо следует отметить установленную нами антиоксидантную активность у Ко, что подтверждает имеющиеся в литературе единичные сведения о его антиоксидантных свойствах [14, 28].

Данные литературы о влиянии ЭЗЧ и его компонентов на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков носят неоднозначный характер, что связано, по-видимому, с различиями компонентного состава чая и использованных экспериментальных моделей, доз и сроков наблюдения [5, 19].

В ряде исследований у крыс, получавших ЭЗЧ или настой зеленого чая как источник питьевой воды, обнаруживали избирательное возрастание активности и экспрессии белка МРОД (CYP1A2), в меньшей степени - ЭРОД (CYP1A1), но не выявляли изменений активности CYP 3А4 [19, 26, 29]. Близкие результаты отмечены и нами: у крыс, получавших рацион с включением ЭЗЧ, активность (но не экспрессия мРНК) МРОД возрастала на 56%, активность ЭРОД - на 26%, а активность 6β-ТГ (CYP3A1) не отличалась от таковой в контроле.

Как правило, большинство свойств ЭЗЧ связывают с содержащимися в нем катехинами, и в первую очередь с ЭГКГ. Однако согласно полученным в данной работе результатам, ЭГКГ (в отличие от ЭЗЧ) в количестве, равном его содержанию в экстракте, не оказывал влияния на активность ЭРОД, но снижал более чем в 2 раза активность МРОД при отсутствии достоверных изменений экспрессии мРНК CYP1А2 и AhR. Установленное подавление активности МРОД с большой долей вероятности может быть результатом прямого воздействия ЭГКГ на ферментный белок, как это показано для других полифенолов [18]. В пользу этого предположения свидетельствуют данные о прямом подавляющем влиянии ЭГКГ на активность монооксигеназ в выделенных микросомах печени [27].

Существенные различия в действии ЭЗЧ и ЭГКГ наблюдали и in vitro. Так, на культурах клеток линий HepG2 и CAL27 показано, что ЭЗЧ индуцирует экспрессию мРНК и белка CYP1А1 и CYP1А2, в то время как ЭГКГ в концентрации, равной его содержанию в ЭЗЧ, не проявлял какую-либо активность [30].

Наряду с катехинами чай является одним из основных источников Кв в рационе питания человека. В исследованиях in vitro в концентрациях, значительно превышающих концентрации, реально достижимые in vivo, он проявлял свойства как агониста, так и антагониста AhR - в зависимости от линии клеток. В наших исследованиях Кв в использованной дозе (соответствующей его концентрации в рационе 0,02%) слабо влиял на активность ЭРОД и экспрессию мРНК CYP1А1, но, как и ЭГКГ, подавлял активность МРОД при одновременном умеренном возрастании экспрессии мРНК CYP1А2. Включение в корм крыс Кв в количестве 0,3, или 1% (что многократно превышает использованную в нашей работе концентрацию), не вызывало изменения общего содержания цитохрома Р-450 в печени, активности ЭРОД и ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков [9, 10]. Небольшое снижение активности CYP1A2 обнаруживали у добровольцев, получавших кверцетин в количестве 500 мг в течение 13 дней [13].

Ко, широко используемый в составе фармакологических препаратов, становится предметом изучения в качестве биологически активного компонента пищи, обладающего определенными физиологическими функциями. Некоторые авторы связывают биологические эффекты чая в первую очередь с содержащимся в нем Ко. Так, у крыс, получавших настой зеленого чая вместо питьевой воды или Ко, существенно возрастала активность 7-этоксикумариндеэтилазы (CYP1А1), кофеин-Nдеметилазы (CYP1А2) и UDP-глюкуронозилтрансферазы, в то время как катехины чая не оказывали какого-либо влияния на активность цитохромов [22]. По данным [12], возрастание активности МРОД (CYP1А2) в печени крыс, потребляющих зеленый чай, коррелировало с увеличением уровня Ко в плазме крови и не было связано с уровнем полифенолов. Высокую активность CYP1А2 выявляли у любителей кофе [15].

В связи с этим отметим обнаруженное нами возрастание активности ЭРОД, МРОД и ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков (UDP-ГТ и глутатионтрансферазы) у крыс, получавших рацион с включением Ко, которое по характеру направленности изменений (но выраженное в значительно большей степени) совпадает с направленностью изменений активности этих ферментов у крыс, получавших ЭЗЧ (см. рис. 3, табл. 3). При этом наиболее выраженной (более чем в 2 раза) была индукция активности CYP1А2 (МРОД), который является основным ферментом, метаболизирующим Ко. Возрастание экспрессии мРНК CYP1А1 и CYP1А2 позволяет предположить, что увеличение активности ЭРОД, МРОД и UDP-ГТ связано с воздействием (активацией) Ко на AhR.

Принимая во внимание низкую биодоступность полифенолов и обнаруженную нами и другими авторами однонаправленность изменений активности ферментов, вызываемых ЭЗЧ и Ко, можно предположить, что Ко в составе ЭЗЧ вносит существенный вклад в действие ЭЗЧ на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков.

Обнаруженные отличия в действии отдельных компонентов ЭЗЧ от действия самого ЭЗЧ на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков и антиоксидантный статус крыс могут быть связаны с различиями в их биодоступности, конкурентными взаимоотношениями за общие пути всасывания и метаболизма при поступлении их в составе ЭЗЧ [5, 17, 21, 24].

На основании полученных данных можно заключить, что при обосновании адекватных или допустимых уровней биологически активных соединений, используемых в качестве БАД к пище или включаемых в состав функциональных продуктов, необходимо учитывать, что их активность в "чистом" виде может значительно отличаться от таковой в комплексе с другими биологически активными соединениями.

Литература

1. Дингл Дж. Лизосомы. Методы исследования. - М.: Мир, 1980. - 342 с.

2. Кравченко Л.В., Морозов С.В., Тутельян В.А. // Бюл. экспер. биол. - 2003. - № 12. - С. 648-652.

3. Кравченко Л.В., Трусов Н.В., Ускова М.А. и др. // Токсикол. вестн. - 2009. - № 1. - С. 12-18.

4. Теселкин Ю.О., Бабенкова И.В., Любицкий О.Б. и др. // Вопр. мед. химии. - 1997. - № 2. - С. 87-93.

5. Тутельян В.А., Лашнева Н.В. // Вопр. питания. - 2009. - № 4. - С. 4-20.

6. Ускова М.А., Кравченко Л.В., Авреньева Л.И. и др. // Бюл. экспер. биол. - 2010. - № 5. - С. 510-515.

7. Beltz L.A., Bayer D.K., Moss A.L. et al. // Anticancer Agents Med. Chem. - 2006. - Vol. 6. - P. 389-406.

8. Benzie I.F.F., Strain J.J. // Anal. Biochem. - 1996. - Vol. 239. - P. 7 0 - 7 6 .

9. Brouard C., Siess M.H., Vernevaut M.F. et al. // Food Chem. Toxicol. - 1988. - Vol. 26. - P. 99-103.

10. Canivenc-Lavier M.C., Vernevaut M.F., Totis M.F. et al. // Toxicology. - 1996. - Vol. 114. - P. 19-27.

11. Chacko S.M., Thambi P.T., Kuttan R. et al. // Chin. Med. - 2010. - Vol. 5. - P. 13.

12. Chen L., Bondoc F.Y., Lee M.J. et al. // Drug Metab. Dispos. - 1996. - Vol. 24. - P. 529-533.

13. Chen Y., Xiao P., Ou-Yang D.S. et al. // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. - 2009. - Vol. 36. - P. 828-833.

14. Devasagayam T.P., Kamat J.P., Mohan H. et al. // Biochem. Biophys. Acta. - 1996. - Vol. 1282. - P. 63-70.

15. Djordjevic N., Ghotbi R., Jankovic S. et al. // Eur. J. Clin. Pharmacol. - 2010. - Vol. 66. - P. 697-703.

16. Frank J., Budek A., Lundh T. et al. // J. Lipid Res. - 2006. - Vol. 47. - P. 2718-2725.

17. Henning S.M., Niu Y., Lee N.H. et al. // Am. J. Clin. Nutr. - 2004. - Vol. 80. - P. 1558-1564.

18. Kundu J.K., Surh Y.-J. // Cancer Lett. - 2008 - Vol. 269. - P. 24 3 - 2 6 1.

19. Maliakal P.P., Coville P.F., Wanwimolruk S. // J. Pharm. Pharmacol. - 2001. - Vol. 53. - P. 569-577.

20. Matthews C.V. // Baylor Univ. Med. Cent. Proc. - 2010. - Vol. 23. - P. 142-144.

21. Nakagawa K., Nakayama K., Nakamura M. et al. // Biosci. Biotechnol. Biochem. - 2009. - Vol. 73. - P. 2014-2017.

22. Nikaidou S., Ishizuka M., Maeda Y. et al. // Jpn. J. Vet. Res. - 2005. - Vol. 52. - P. 185-192.

23. Rietveld A., Wiseman S. // J. Nutr. - 2003. - Vol. 133. - P. 3285S-3292S.

24. Silberberg M., Morand C., Manach C. et al. // Life Sci. - 2005. - Vol. 77. - P. 3156-3167. 25. Skrzydlewska E., Ostrowska J., Farbiszewski R. et al. // Phytomedicine. - 2002. - Vol. 9. - P. 232-238.

26. Sohn O.S., Surace A., Fiala E.S. et al. // Xenobiotica. - 1994. - Vol. 24. - P. 119-127.

27. Wang Z.Y., Das M., Bickers D.R. et al. // Drug Metab. Dispos. - 1988. - Vol. 16. - P. 98-103.

28. Varma S.D., Hegde K.R., Kovtun S. // Mol. Vis. - 2010. - Vol. 16. - P. 501-505.

29. Yang C.S., Lambert J.D., Sang S. // Arch. Toxicol. - 2009. - Vol. 83. - P. 11-23.

30. Yang S.P., Raner G.M. // Toxicol. Appl. Pharmacol. - 2005. - Vol. 202. - P. 140-150.

31. Yao P., Nussler A., Liu L. et al. // J. Hepatol. - 2007. - Vol. 47. - P. 2 5 3 - 2 6 1.

32. Zhang Z.M., Yang X.Y., Yuan J.H. et al. // Chin. Med. J. - 2009. - Vol. 122. - P. 1660-1665.